Rola Transporterów Glukozy W Regulacji Metabolizmu Człowieka

Transcript

Rola transporterów glukozy w regulacji metabolizmu człowieka Zofia Magier Robert Jarzyna Zakład Regulacji Metabolizmu, Instytut Biochemii, Wydział Biologii, Uniwersytet Warszawski, Warszawa Zakład Regulacji Metabolizmu, Instytut Biochemii, Wydział Biologii UW, ul. Miecznikowa 1, 02-096 Warszawa; tel. (22) 55 43 204, e-mail: [email protected]  Artykuł otrzymano 21 grudnia 2012 r. Artykuł zaakceptowano 18 lutego 2013 r. Słowa kluczowe: Homeostaza glukozy, transportery glukozy, GLUT, SGLT Wykaz skrótów: 2-DG — 2-deoksyglukoza; Akt/PKB (ang. protein kinase B) — kinaza białkowa B; AMPK (ang. AMP-activated protein kinase) — kinaza białkowa aktywowana przez AMP; CaMKK (ang. calmodulin-dependent protein kinase kinase) — kinaza kinazy zależnej od kalmoduliny/Ca2+; DNP (ang. 2,4-dinitrophenol) — 2,4-dinitrofenol; GLUT (ang. glucose transporters)– transportery glukozy; GSV (ang. GLUT-4 storage vesicles) — pęcherzyki magazynujące GLUT-4; IMP — inozyno monofosforan (ang. inosine monophosphate); IR (ang. insulin receptor) — receptor dla insulin; IRS (ang. insulin receptor substrat) — substrat receptora insulinowego; LKB1 — kod nadany przez Chugai Pharmaceuticals kinazie STK11 (ang. serine/ threonine kinase-11, kinaza treoninowo-serynowa 11), MCT (ang. monocarboxylate transporters) — transportery kwasów monokarboksylowych; PDK1 (ang. phosphoinositide — dependent kinase 1) — kinaza 1 zależna od fosfatydyloinozytolu; PI-3 K (ang. phosphatidylinositol 3-kinase) — kinaza fosfatydylo-3-inozytolowa; PIP2 (ang. phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate) — 4,5-bisfosforan fosfatydyloinozytolu; PIP3 (ang. phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate) — 3,4,5-trisfosforan fosfatydyloinozytolu; PKC βII (ang. protein kinase C βII) — izoforma βII kinazy białkowej C; PLC β2 (ang. phospholipase C β2) — izoforma β2 fosfolipazy C; Rab (ang. Rab protein) — białko Rab; SGLT (ang. sodium-glucose cotransporter) — zależne od sodu kotransportery glukozy; T1R2 (ang. Taste receptor type 1 member 2) — 2 receptor smaku słodkiego typu I; T1R3 (ang. Taste receptor type 1 member 3) — 3 receptor smaku słodkiego typu I; TBC1D4/ AS160 (ang. TBC1D4 protein/ Akt substrate of 160 kDa) — białko TBC1D4/substrat Akt 160 kDa Podziękowania: Autorzy dziękują Piotrowi Bajbakowi za wykonanie rysunków. 70 STRESZCZENIE Glukoza jest bardzo ważnym źródłem energii w metabolizmie człowieka. Komórki pobierają ją na drodze dyfuzji ułatwionej, poprzez transportery GLUT lub na drodze transportu aktywnego, poprzez transportery SGLT. Rodzinę GLUT stanowi 14 białek podzielonych na 3 klasy w oparciu o podobieństwa w budowie. Różnią się one między sobą powinowactwem do glukozy, rozmieszczeniem w tkankach oraz sygnałami powodującymi zmianę poziomu ekspresji kodujących je genów, co skutkuje różną szybkością transportu cukru do tkanek. Białka SGLT przenoszą cukry na drodze symportu z jonami Na+. Energia dla transportu aktywnego pochodzi z utrzymywanego w poprzek błony komórkowej gradientu Na+, który wytwarzany jest poprzez pompę sodowo-potasową. Do rodziny tej należy 12 białek, wśród których znajdują się kotransportery cukrów, anionów, witamin i krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych. Niektóre z nich mają również funkcję czujników glukozy oraz kanałów dla wody i mocznika. WPROWADZENIE ROLA GLUKOZY W METABOLIZMIE CZŁOWIEKA Metabolizm człowieka może być regulowany poprzez zmiany aktywności i/ lub zawartości enzymów. Stężenie enzymu jest zależne od szybkości transkrypcji, translacji oraz tempa degradacji białka. Natomiast jego aktywność modulowana jest w zależności od dostępności substratu lub/i zmiany powinowactwa do niego. Stężenie substratu zależy od jego transportu do i na zewnątrz komórki, przedziału komórki oraz nagromadzenia się produktów etapów poprzedzających. Na powinowactwo substratu do enzymu mają wpływ modyfikacje białka: kowalencyjne np. fosforylacja/defosforylacja, oddziaływania allosteryczne, oddziaływania z innym białkami oraz translokacja białek (np. przemieszczanie się cząsteczek GLUT4 z cytoplazmy do błony komórkowej w efekcie działania insuliny) [1]. Wszystkie żywe komórki potrzebują glukozy do utrzymania podstawowych procesów fizjologicznych, jednak dla mózgu i erytrocytów wymagania te są szczególnie istotne. Przez barierę krew-mózg przenikają tylko wybrane związki, a co za tym idzie, narząd ten może czerpać energię jedynie z przemian glukozy oraz, w okresach długotrwałego głodzenia, z mniejszym zyskiem energetycznym, ciał ketonowych. Natomiast erytrocyty, które nie mają mitochondriów są w pełni zależne od procesu glikolizy. Jest to główny szlak metabolizmu glukozy i może przebiegać zarówno w warunkach aerobowych, jak i anaerobowych, w zależności od dostępności tlenu [2]. Stężenie glukozy we krwi jest ściśle regulowane. W stanie postabsorbcyjnym waha się między 4,5 a 5,5 mM, w warunkach głodzenia zmniejsza się do 3,33,9 mM, natomiast po posiłkach może osiągać stężenia 6,5-7,2 mM. Glukoza do tkanek dostaje się za pośrednictwem transporterów, które różnią się między sobą powinowactwem do tego cukru oraz lokalizacją w organizmie. Pobieranie glukozy jest etapem ograniczającym jej zużycie, nawet przez tkanki posiadające transportery o wysokim powinowactwie do tej heksozy [2]. Glukoza ze względu na swoją polarną budowę nie jest w stanie przekroczyć dwuwarstwy lipidowej błon komórkowych na drodze dyfuzji prostej. Dlatego, aby przedostać się do wnętrza komórki, musi pokonać błonę przy udziale specjalnych nośników. W organizmie ludzkim istnieją dwa typy transporterów glukozy. Transportery GLUT (ang. glucose transporters) to rodzina transporterów cukrów, działających na zasadzie uniportu, odpowiedzialnych za szeroko pojęte www.postepybiochemii.pl utrzymanie homeostazy glukozy w organizmie, kodowana przez geny z rodziny SLC2A, liczy 14 białek transbłonowych [3]. Transportery SGLT (ang. sodium-dependent glucose cotransporters) to rodzina kotransporterów cukrów, zależnych od jonów sodu, kodowana przez geny z rodziny SLC5A; odpowiadają za absorbcję glukozy w jelitach oraz reabsorbcję glukozy w nerkach z moczu pierwotnego, liczy 12 białek transbłonowych [4]. TRANSPORTERY Z RODZINY GLUT — KLASA I Białka GLUT zgrupowane są w 3 subklasy, które łączą pewne podobieństwa, takie jak: 12 transbłonowych domen, N- i C- końce polipeptydów znajdują się wewnątrz komórki, hydrofobowy trzon, wspólne, zachowane ewolucyjnie fragmenty, które są specyficzne właśnie dla rodziny GLUT [5]. Ponadto w subklasie I i II miejsce glikozylacji występuje w pierwszej pętli pozakomórkowej, która jest większa od pozostałych, natomiast w subklasie III największa jest pętla 9 (lub 5 licząc tylko pozakomórkowe) i jest to miejsce glikozylacji izoform tej klasy [6]. Pomimo tak znaczących podobieństw w budowie, różne izoformy mają nie tylko różną specyficzność tkankową, ale również reprezentują różne sposoby składania mRNA, różną lokalizację wewnątrzkomórkową oraz różny stopień powinowactwa do substratów i inhibitorów [6]. Mimo dogłębnych badań nad budową białek z tej rodziny, nie udało się dotąd ustalić poszczególnych sekwencji aminokwasowych, które determinowałyby powinowactwo do różnych substratów. Istnieją izoformy transportujące jedynie jeden rodzaj cukru, ale są też takie, których spektrum substratów sięga nawet sześciu. Wartości Km poszczególnych transporterów dla glukozy wahają się od około 1 mM do około 17 mM [6]. Przedstawiciele klasy I należą do najlepiej poznanych i najdokładniej zbadanych transporterów z rodziny GLUT. GLUT1 Jest to najpowszechniej występujący transporter z rodziny GLUT w organizmie ludzkim. Niezwykle obficie występuje w erytrocytach i stanowi od 3 do 5% ich wszystkich białek błonowych. Występuje on również w mózgu (transport glukozy przez barierę krew-mózg), siatkówce oka, we wszystkich nerwach obwodowych, łożysku i komórkach śródbłonka oraz w niektórych komórkach nowotworowych [6]. Obok glukozy GLUT1 może transportować 3-O-metyloglukozę, 2-deoksyglukozę (2-DG), galaktozę, mannozę i glukozaminę, a jego aktywność hamują cytochalazyna B, florydzyna, floretyna i HgCl2 [7]. Dość niska wartość Km dla glukozy (około 3 mM) [8] sugeruje ważną funkcję transportera, który musi wykazywać aktywność zarówno podczas normoglikemii jak i przy niższych stężeniach. W odpowiedzi na niskie stężenie tego cukru w środowisku zewnętrznym komórki, zwiększa się ilość tego białka w błonie komórkowej, a obniża się przy wysokim stężeniu. Szybkość transportu glukozy przy udziale GLUT1 jest etapem ograniczającym dostawę tego cukru do komórek ośrodkowego układu nerwowego, która jest niezbędna dla ich prawidłowego funkcjonowania [9]. Postępy Biochemii 59 (1) 2013 Bariera krew-mózg stanowi granicę pomiędzy naczyniami włosowatymi ośrodkowego układu nerwowego a płynem mózgowo-rdzeniowym, w którym funkcjonują neurony oraz komórki glejowe. Barierę buduje śródbłonek naczyń włosowatych, którego komórki są połączone między sobą poprzez tzw. połączenia ścisłe. Tak specyficzna budowa powoduje, że przenikanie substancji przez barierę krew-mózg zachodzi wyłącznie poprzez komórki śródbłonka. Bardzo ścisła kontrola transportowanych substancji pozwala na utrzymanie specyficznych warunków zapewniających stabilne środowisko dla funkcjonowania neuronów. Aby glukoza mogła dotrzeć z krwi do płynu mózgowo-rdzeniowego, musi zostać przetransportowana przez obydwie błony komórek budujących barierę. W powyższym procesie uczestniczy transporter GLUT1, który występuje zarówno po stronie apikalnej jak i bazolateralnej tych komórek. Glukoza z płynu mózgowo-rdzeniowego (gdzie jej stężenie wynosi około 60% stężenia, które osiąga we krwi [10]) może zostać przetransportowana do astrocytów przez transporter GLUT1 i tam zmagazynowana lub zmetabolizowana albo przetransportowana bezpośrednio do neuronów przy udziale transportera GLUT3. W stanach głodzenia, narząd ten może korzystać również z ciał ketonowych, jednak daje to mniejszy zysk energetyczny, dlatego transport glukozy do mózgu ma fundamentalne znaczenie dla jego metabolizmu. Transport glukozy z naczyń włosowatych do płynu mózgowo-rdzeniowego odbywa się dzięki GLUT1. Niska wartość Km dla glukozy transportera GLUT3 właściwie uniezależnia pobieranie glukozy przez neurony od jej stężenia w płynie mózgowo-rdzeniowym. Głównym rezerwuarem energii mózgu jest glikogen magazynowany w komórkach astrocytów. Mleczan pochodzący z przemian glukozy może być przenoszony do neuronów poprzez transportery z rodziny MCT (ang. monocarboxylate transporters). Astrocyty mogą również uwalniać metabolity takie jak alanina, 2-oksoglutaran i mleczan, które następnie pobrane przez neurony mogą być włączane w cykl kwasów trikarboksylowych (Ryc. 1) [11]. Szczególnie wysoką zawartość białka GLUT1 zaobserwowano w komórkach nowotworowych. Ukrwienie guza jest zwykle niewystarczające ze względu na jego szybki wzrost i ogromne zapotrzebowanie energetyczne, co prowadzi do Rycina 1. Transport glukozy przez barierę krew-mózg. Lac — mleczan; Ala — alanina; α-KG — 2-oksoglutaran; TCA — cykl kwasów trikarboksylowych; MCT — transporter kwasów monokarboksylowych. Opis rysunku w tekście. Na podstawie [11], zmienione. 71 insuliny (Ryc. 2) [15]. Hormon ten wiąże się ze swoimi receptorami w adipocytach oraz we włóknach mięśni szkieletowych i wpływa na wzmożoną egzocytozę transportera GLUT4 do błony komórkowej, co umożliwia transport cząsteczek glukozy do wnętrza komórki i powoduje obniżenie stężenia tego cukru we krwi [6]. W komórkach wątroby GLUT2 również pełni ważną rolę. Ze względu na wysoką wartość Km, transporter wychwytuje cząsteczki glukozy w warunkach wysokiego stężenia tego cukru we krwi (czyli zazwyczaj po posiłku) i kieruje je do wnętrza hepatocytów, gdzie mogą być fosforylowane i przekształcane do glikogenu lub mogą ulegać glikolizie. Jak wspomniano wcześniej, poza glukozą, GLUT2 transportuje również cząsteczki fruktozy. W hepatocytach jest ona bardzo szybko zużywana do syntezy triacyloglicerydów i pośrednio poprzez obniżenie poziomu ATP (a tym samym podniesienie poziomu AMP) stymuluje degradację puryn i podwyższoną produkcję kwasu moczowego (Ryc. 3) [6]. Rycina 2. Wydzielanie insuliny w odpowiedzi na wysokie stężenie glukozy w komórkach β-trzustki. Opis rysunku w tekście. Strzałki zielone — aktywacja, linie czerwone — hamowanie. Na podstawie [6], zmienione. zahamowania oddychania tlenowego i gwałtownego przyspieszenia glikolizy (efekt Warburga). Wybiórcze hamowanie pobierania glukozy przez komórki nowotworowe przy udziale GLUT1 mogłoby usprawnić terapię onkologiczną [12]. Mutacje w genie SLC2A1 powodują zmianę w białku GLUT1, a w konsekwencji obniżony poziom transportu glukozy z krwi do płynu mózgowo-rdzeniowego. Zespół niedoboru białka GLUT1 (ang. GLUT1 deficiency syndrome) jest chorobą autosomalną dominującą, która objawia się drgawkami w wieku niemowlęcym, opóźnieniem w rozwoju, nabytą mikrocefalią i ataksją [13]. Ciała ketonowe mogą przekraczać barierę krew-mózg za pomocą transporterów MCT1 (ang. monocarboxylic acid transporter) zapewniając alternatywne źródło energii dla mózgu w momencie, kiedy ekspresja genu kodującego białko GLUT1 jest niewystarczająca lub zaburzona. Dieta ketogenna, czyli bogata w tłuszcze i białka, a uboga w węglowodany, częściowo przeciwdziała efektom braku GLUT1 [14]. GLUT2 W błonie plazmatycznej enterocytów jelita cienkiego oprócz GLUT2 znajdują się dwa inne transportery cukrów: SGLT1, który podobnie jak GLUT2 transportuje glukozę i galaktozę oraz GLUT5 transportujący fruktozę. Podczas gdy ilość SGLT1 w błonie komórkowej enterocytów nie zmienia się, poziom GLUT2 zwiększa się w odpowiedzi na wysokie stężenie cukrów w jelicie (od 30 mM do 100 mM) [16] oraz pobudzenie receptorów smaku słodkiego [17]. Aby doszło do translokacji transportera do błony komórkowej potrzebne jest wysokie stężenie jonów wapnia [18]. Kotransport jonów sodu wraz z glukozą przez SGLT1 powoduje lokalny wzrost ich stężenia, co prowadzi do depolaryzacji błony komórkowej. W wyniku tego dochodzi do otwarcia kanałów wapniowych regulowanych potencjałem błonowym, a w konsekwencji napływu jonów Ca2+ do wnętrza enterocytu. Jony te wpływają na przebudowę cytoszkieletu, która prowadzi do szybkiej translokacji GLUT2 zmagazynowanego w cytoplazmie do części apikalnej komórki. Aby zaszła translokacja niezbędna jest aktywacja kinazy lekkiego łańcucha miozyny i PKC βII (izoforma βII kinazy białkowej C). Istnieją przesłanki, że fruktoza wpływająca na zahamowanie aktywności kanałów potasowych może wpływać na przemieszczanie się GLUT2 do błony komórkowej. Drugą drogą regulacji ilości uniportera w błonie jest aktywacja re- GLUT2 wykazuje się niskim powinowactwem do glukozy (Km około 17 mM), galaktozy, mannozy, fruktozy a wysokim powinowactwem do glukozaminy [8]. W rodzinie białek GLUT transporter GLUT2 charakteryzuje się najwyższą z dotąd poznanych wartością Km dla glukozy, co umożliwia pobieranie jej z krwi tylko w przypadku, gdy poziom normoglikemii jest znacznie przekroczony. Występuje w narządach takich jak wątroba, nerki, jelita i komórki β-trzustki [3]. W ludzkich komórkach β-trzustki wejście glukozy umożliwiają również GLUT1 oraz GLUT9. Glukoza, kiedy znajdzie się we wnętrzu komórki, jest metabolizowana, co prowadzi do wzrostu stężenia ATP, a następnie zamknięcia kanałów potasowych zależnych od ATP i równoczesnego otwarcia kanałów wapniowych. Napływ jonów Ca2+ do wnętrza komórki w końcowym efekcie powoduje sekrecję 72 Rycina 3. Transport cukrów prostych oraz kwasu moczowego w komórkach wątroby. Opis rysunku w tekście. Na podstawie [6], zmienione. www.postepybiochemii.pl ceptorów smaku słodkiego (heterodimer T1R2/R3) współpracujących z białkami G. Są one obecne w apikalnej części komórki. Pobudzenie receptorów prowadzi do aktywacji i przemieszczenia PLC β2 (izoformy β2 fosfolipazy C) i PKC βII do błony komórkowej. Powoduje to szybką translokację GLUT2 do błony apikalnej enterocytu [19] (Ryc. 4). Sztuczne słodziki również mają zdolność pobudzania receptorów smaku słodkiego. Ich stężenie potrzebne do translokacji GLUT2 do błony jest o dwa rzędy wielkości niższe niż w przypadku glukozy [19]. W ten sposób słodziki mogą podnosić indeks glikemiczny spożywanych wraz z nimi posiłków. Mutacje w genie kodującym GLUT2 mogą powodować chorobę związaną z nieprawidłowym odkładaniem się glikogenu. Pierwszy pacjent, u którego wykryto taką przypadłość został opisany przez Fanconi’ego i Bickel’a (ang. Fanconi-Bickel Syndrome). Objawy kliniczne tej choroby to: hepatomegalia spowodowana akumulacją glikogenu, nietolerancja glukozy i galaktozy, hipoglikemia w czasie głodzenia, nefropatia oraz poważnie zahamowany wzrost. W przeciwieństwie do glukozy i galaktozy przyjmowanych w diecie, metabolizm fruktozy jest normalny. Homeostaza glukozy jest silnie zaburzona i często można obserwować hiperglikemię następującą po posiłkach. U pacjentów stosuje się leczenie objawowe polegające na stabilizacji homeostazy glukozy oraz kompensację strat wody i elektrolitów w filtracji nerkowej. Aby kontrolować straty glukozy, która jest wydalana wraz z moczem oraz akumulację glikogenu w wątrobie regulowana jest dieta pacjentów poprzez odpowiednią podaż kalorii oraz spożycie węglowodanów ulegających powolnej absorbcji w jelicie [20]. GLUT3 Uznawany jest za transporter specyficzny dla układu nerwowego [21], ale występuje również w innych tkankach i narządach, które charakteryzują się ciągłym i wysokim zapotrzebowaniem na glukozę, tj: jądra, łożysko, embrio- ny [22], niektóre komórki nowotworowe [23]. GLUT3 ma bardzo niską wartość Km dla glukozy (około 1 mM), dlatego jej pobieranie jest niezależne od stężenia cukru we krwi. Oprócz glukozy transportuje on również galaktozę, mannozę, maltozę, ksylozę oraz kwas dehydroaskorbinowy, ale nie transportuje fruktozy [21]. Nośnik ten może być hamowany poprzez działanie cytochalazyny B, floretyny i florydzyny [24]. Dysleksja jest jednym z najczęściej występujących zaburzeń uczenia się wśród dzieci wieku szkolnego. Badania asocjacyjne całego genomu przeprowadzone na 200 dzieciach z dysleksją wykazały istnienie dwóch polimorfizmów pojedynczego nukleotydu (SNP, ang. single nucleotide polimorphizm). Oba wykazywały znaczącą asocjację z ilością mRNA genu SLC2A3 na chromosomie 13. Dane te sugerują, iż zmiana nukleotydu w tym genie może wpływać na właściwości białka GLUT3, a tym samym na zaburzony transport glukozy do komórek nerwowych u dzieci dotkniętych dysleksją [25]. GLUT4 Obecnie jeden z najintensywniej badanych transporterów spośród rodziny GLUT. Występuje we włóknach mięśni szkieletowych, komórkach mięśnia sercowego oraz adipocytach żółtej i brunatnej tkanki tłuszczowej [26]. Wartość Km dla glukozy wynosi około 5 mM. Poza glukozą GLUT4 bierze udział w transporcie kwasu dehydroaskorbinowego i glukozoaminy. Jego działanie hamują cytochalazyna B, florydzyna i floretyna [27]. W organizmie większość glukozy i kwasów tłuszczowych jest pobierana i magazynowana przez mięśnie szkieletowe. Glukoza do mięśni szkieletowych dostaje się głównie przy pomocy transportera GLUT4. W warunkach podstawowych ponad 90% całkowitej liczby transporterów GLUT4 znajduje się wewnątrz komórki, natomiast w błonie jest ich jedynie około 10% [28]. Czynnikami, które mogą wpływać na ilość transporterów w błonie komórkowej są: insulina, skurcz mięśni, utrata energii (obniżenie stosunku ATP/ADP) oraz depolaryzacja błony komórkowej. W okresie, w którym bodźce zwiększające ilość GLUT4 w błonie nie docierają do komórki, transportery są w ciągłym obiegu i ulegają nieprzerwanej endocytozie, a następnie egzocytozie, zachowując stabilny stosunek transporterów obecnych w błonie do tych zmagazynowanych w cytoplazmie komórki. Poza regulacją ilości dostępnych transporterów zmianie może ulegać również ich aktywność. Niektóre enzymy glikolityczne (dehydrogenaza 3-fosfogliceroaldehydowa lub heksokinaza II) mogą w różny sposób wiązać się z białkiem GLUT4 i modulować w ten sposób jego aktywność [29]. Czynniki wpływające na translokację GLUT4 do błony komórkowej mogą mieć dwojaką naturę: mogą stymulować egzocytozę lub zmniejszać poziom endocytozy. Wydaje się, że insulina stymuluje egzocytozę, natomiast pozostałe redukują poziom endocytozy [29]. Rycina 4. Transport cukrów prostych w enterocycie. Strzałki zielone — aktywacja, linie czerwone — hamowanie. Podrażnianie receptorów smaku słodkiego lub wysokie stężenie cukrów w świetle jelita powoduje translokację GLUT2, magazynowanego w cytoplazmie do błony apikalnej enterocytu. Na podstawie [19], zmienione. Postępy Biochemii 59 (1) 2013 Szlak insulinowy rozpoczyna się od przyłączenia hormonu do receptora IR (ang. insulin receptor). Jest to glikoproteinowy heterodimer zbudowany z dwóch domen ze- 73 Rycina 5. Mechanizm zależnego od insuliny oraz od wysiłku fizycznego szlaku przekaźnictwa sygnału w komórkach mięśni szkieletowych. AS160 — substrat Akt o masie 160 kDa; CaMKK — kinaza kinazy zależnej od kalmoduliny/Ca2+; GSV — pęcherzyki magazynujące GLUT-4; IRS — substrat receptora insulinowego; LKB1 — kinaza treoninowo-serynowa 1; PDK1 — kinaza 1 zależna od fosfatydyloinozytolu; PI3K — 3-kinaza fosfatydyloinozytolu; PIP2 — 4,5-difosforan fosfatydyloinozytolu; PIP3 — 3,4,5-trifosforan fosfatydyloinozytolu; PKB/Akt — kinaza białkowa B; Rab/GDP — białko Rab/guanozynodifosforan; Rab/GTP — białko Rab/guanozynotrifosforan. Strzałki zielone — aktywacja. Opis rysunku w tekście. Na podstawie [38], zmienione. wnątrzkomórkowych i dwóch wewnątrz komórki. Kiedy insulina połączy się z domenami zewnątrzkomórkowymi, wewnątrzkomórkowe ulegają autofosforylacji i przekazują sygnał na białka IRS (ang. insulin receptor substrate) [30]. U człowieka występują białka IRS1 oraz IRS2, oba mogą stanowić substrat dla receptora insulinowego, jednak mają różne funkcje biologiczne. IRS1 odgrywa ważną rolę w mięśniach szkieletowych, a jego defekt prowadzi do zmniejszonej tolerancji glukozy i umiarkowanej insulinooporności, zaś IRS2 — pełni istotne funkcje w wątrobie, a jego mutacje mogą skutkować opornością na insulinę, zahamowaniem wzrostu i rozwoju komórek β-trzustki, a w konsekwencji cukrzycą [26]. Białka IRS zawierają domeny, poprzez które mogą aktywować inne cząsteczki sygnalizacyjne, np. kinazę fosfatydyloinozytolową (PI3K, ang. phosphatidylinositol 3-kinase). PI3K fosforyluje występujący w błonie komórkowej bisfosforan fosfatydyloinozytolu (PIP2, ang. phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate) do trisfosforanu fosfatydyloinozytolu (PIP3, ang. phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate) [31], który łączy się z kinazą 1 zależną od fosfatydyloinozytolu (PDK1, ang. phosphoinositide — dependent kinase 1) [28]. Substratem PDK1 jest między innymi kinaza białkowa B (PKB, ang. protein kinase B), określana również jako białko Akt. Aktywacja Akt prowadzi do fosforylacji AS160 (substrat Akt o masie cząsteczkowej 160 kDa [32], znanego również pod nazwą TBC1D4 — TBC, ang. Tre-2/ Bub2/Cdc16) domain family, member 4). Białko AS160 składa się z czterech domen, spośród których jedna wykazuje aktywność wobec kilku białek z rodziny Rab. Białka Rab 10, 11, 14 znajdują się w wewnątrzkomórkowych pęcherzykach zawierających GLUT4 (GSV, ang. GLUT-4 storage vesicles) i odgrywają istotną rolę w ich translokacji, a także w wiązaniu i fuzji z błoną komórkową [28]. W warunkach podstawowych aktywna domena AS160 utrzymuje białka Rab w formie nieaktywnej, natomiast po zadziałaniu insuliny, Akt fosforyluje AS160, dezaktywując tym domenę utrzymującą Rab w stanie nieaktywnym. Białko Rab wiąże się z GTP, co skutkuje translokacją GLUT4 do błony komórkowej [32] (Ryc. 5). 74 W czasie wzmożonego wysiłku fizycznego ilość dostarczanego tlenu do mięśni jest niewystarczająca, aby przeprowadzać oddychanie tlenowe, więc komórki mogą polegać tylko na anaerobowym metabolizmie glukozy. W takich warunkach gwałtownie spada stężenie ATP, co powoduje odpowiedź związaną z aktywacją AMPK (kinaza białkowa aktywowana przez AMP), co z kolei podnosi ilość GLUT4 w błonie komórkowej i wzmożone pobieranie glukozy. AMPK jest kinazą serynowo/treoninową i odpowiada za regulację homeostazy energetycznej organizmu. Zbudowana jest z kilku podjednostek: katalitycznej α oraz dwóch regulatorowych β i γ. Aktywność AMPK kontrolowana jest na 3 poziomach: fosforylacji reszty treoniny w pozycji 172 w podjednostce α (bezpośrednia aktywacja enzymu); zmiany konformacyjnej wywołanej związaniem AMP (aktywacja allosteryczna) prowadzącej do zwiększenia podatności na wspomnianą fosforylację; zmniejszonej podatności AMPK na działanie fosfataz w wyniku powyższej zmiany konformacyjnej [33]. Kombinacja efektów aktywacji allosterycznej oraz fosforylacji prowadzi do 1000-krotnego wzrostu aktywności kinazy, co pozwala na niezwykle dokładną regulację metabolizmu komórki w odpowiedzi na nawet najmniejsze zmiany. AMPK może również modulować transkrypcję konkretnych genów wpływając na długofalowe zmiany metabolizmu [34]. Na aktywność AMPK może wpływać kinaza treoninowo-serynowa LKB-1 (ang. serine/ threonine kinase-11) [35]. Wykazano, że usunięcie genu kodującego LKB-1 u myszy powoduje wyraźny spadek aktywności oraz wrażliwości AMPK na zmiany zawartości komórkowego AMP w stosunku do ATP. Skurcz mięśnia szkieletowego uruchamia szlak zależny od wewnątrzkomórkowego stężenia Ca2+. Wzrost stężenia wolnych jonów wapnia aktywuje kinazę zależną od kalmoduliny i Ca2+ (CaMKK, ang. calmodulin-dependent protein kinase kinase) [30]. Nadprodukcja CaMKK w mięśniach szkieletowych również powoduje istotny wzrost aktywności AMPK [36]. Substratem dla AMPK jest między innymi białko AS160, co oznacza, że odgrywa ono rolę łącznika insulinowego szlaku przekaźnictwa sygnału oraz szlaku zależnego od AMPK, a tym samym maksymalizuje wydajność translokacji GLUT4 do błony komórkowej miocytów [37] (Ryc. 5). GLUT14 Gen kodujący białko GLUT14 wykazuje duże podobieństwo do genu SLC2A3, który koduje białko GLUT3 i najprawdopodobniej jest wynikiem jego duplikacji. W wyniku alternatywnego sposobu składania mRNA transporter ten występuje w dwóch różnych izoformach: krótszej GLUT14-S, który w 94,5% jest identyczny z GLUT3 oraz dłuższej mającej dodatkowy ekson na N-końcu. Występowanie obu izoform transportera GLUT14 ograniczone jest do jąder, w przeciwieństwie do GLUT3, obecny jest w kilku narządach (w tym także w jądrach). Ilość mRNA GLUT14 jest jednak cztery razy wyższa niż GLUT3 w tej tkance. Nie znaleziono ortologów tego białka u myszy [39]. TRANSPORTERY Z RODZINY GLUT — KLASA II Charakterystyczną cechą wszystkich transporterów należących do tej klasy jest ich zdolność do transportu fruktozy i brak takiej zdolności w odniesieniu do 2-DG [40]. Wyróżnia www.postepybiochemii.pl je również brak wrażliwości na klasyczny inhibitor transporterów z rodziny GLUT — cytochalazynę B [6]. GLUT5 GLUT 5 występuje najpowszechniej w początkowym odcinku jelita cienkiego, gdzie odpowiedzialny jest za transport fruktozy (Km około 15 mM) [41]. Jego aktywność nie jest zaburzana przez klasyczne inhibitory rodziny GLUT — floretynę i cytochalazynę B [42]. Poza jelitem GLUT5 znajduje się również w nerkach, mózgu oraz we włóknach mięśniowych i adipocytach [42]. Kilka transporterów z rodziny GLUT jest w stanie transportować fruktozę (GLUT2, -5, -7, -8, -9, -11, oraz -12), jednak jedynie GLUT5 transportuje wyłącznie ten cukier. Jak wspomniano wcześniej, w apikalnej części komórek nabłonka wyścielających jelito cienkie znajdują się dwa białka transportujące cukry: GLUT5 transportujący fruktozę oraz SGLT1 — glukozę. Obie heksozy po dostaniu się do wnętrza komórki przenoszone są na przeciwległy jej biegun — do części bazolateralnej, gdzie transporter GLUT2 transportuje je na zewnątrz (Ryc. 4). W wątrobie fruktoza ulega fosforylacji do fruktozo-1-fosforanu i w ciągu przemian zamieniana jest w glicerolo-3-fosforan, który następnie może być substratem do syntezy glicerolu [43] lub zmetabolizowany do acetylo-CoA i użyty do syntezy kwasów tłuszczowych. Tylko niewielka część fruktozy zamieniana jest w glukozę. Dlatego preferencyjne zużywanie fruktozy w procesie lipogenezy może skutkować hiperlipidemią i zwiększonym stężeniem triglicerydów we krwi. Zwiększona konsumpcja fruktozy, szczególnie w postaci słodkich napojów gazowanych, jest jedną z prawdopodobnych przyczyn wzrostu liczby osób z otyłością, zespołem metabolicznym oraz cukrzycą typu 2 [44]. GLUT7 Ekspresja genu kodującego GLUT7 zachodzi głównie w jelicie cienkim i okrężnicy [45], aczkolwiek mRNA wyizolowano również z takich narządów jak prostata i jądra. Jest blisko spokrewniony z GLUT5 (53% identyczności). Transporter ten wykazuje wysokie powinowactwo do fruktozy oraz glukozy (przybliżone wartości Km wynoszą odpowiednio 0,3 mM i 0,6 mM), a galaktoza, 2-DG i ksyloza nie są przez niego transportowane. Florydzyna ani floretyna nie hamują jego aktywności [45]. Podczas gdy inne transportery cukrów, które występują w jelicie cienkim, czyli SGLT1, GLUT2 oraz GLUT5 występują głównie w komórkach budujących jelito czcze, obecność GLUT7 ograniczona jest jedynie do jelita krętego, gdzie nie obserwuje się już wysokich stężeń ani glukozy, ani fruktozy. Takie rozmieszczenie transportera może wskazywać na ważną rolę we wchłanianiu heksoz, kiedy ich stężenie w jelicie jest niskie [45]. GLUT9 mRNA GLUT9 wykrywalne jest niemal wyłącznie w nerkach i wątrobie, na bardzo niskim poziomie również w jelicie Postępy Biochemii 59 (1) 2013 cienkim, łożysku, płucach, leukocytach. U człowieka oraz myszy funkcjonalne białko lokalizuje się także w komórkach β-trzustki, gdzie najprawdopodobniej bierze udział w regulacji wydzielania insuliny. W komórkach MIN6 (linia komórkowa wyprowadzona z komórek β trzustki myszy) oraz INS (linia komórkowa wyprowadzona z insulinomy szczura) wyciszenie genu dla GLUT9 spowodowało obniżenie stężenia ATP, którego poziom koreluje z wydzielaniem insuliny. Wyniki te sugerują, że GLUT9 może brać udział w wykrywaniu stężenia glukozy przez komórki β-trzustki [46]. Obok glukozy, transportuje on fruktozę. Dla obu tych cukrów transporter GLUT9 charakteryzuje się dużym powinowactwem i podobnymi wartościami Km, w przybliżeniu dla glukozy 0,6 mM, dla fruktozy 0,4 mM. Transport glukozy nie jest hamowany przez działanie cytochalazyny B [47]. Poza cukrami transportuje również kwas moczowy [48], którego metabolizm zależy w dużej mierze właśnie od GLUT9 [49,50]. Związek pomiędzy GLUT9 a kwasem moczowym jest bardzo istotny klinicznie. Podwyższona zawartość kwasu moczowego towarzyszy zespołowi metabolicznemu, otyłości, cukrzycy, nadciśnieniu i przewlekłej niewydolności nerek. Do niedawna sądzono, że jest to wtórny objaw tych schorzeń, jednak dowiedziono, że kwas moczowy może odgrywać pewną rolę w etiologii tych chorób. Mutacje w GLUT9 mogą być również powiązane z dną moczanową, chorobą, w której kwas moczowy odkłada się w stawach [51]. Istnieją dwa alternatywne warianty składania mRNA tego białka (GLUT9a oraz GLUT9b), które różnią się między sobą sekwencją na N-końcu oraz lokalizacją wewnątrz komórki: GLUT9a zajmuje miejsce w części bazolateralnej, natomiast GLUT9b, w apikalnej [52]. Ekspresja genu kodującego to białko spada w warunkach głodzenia, a wzrasta w odpowiedzi na glukozę i w warunkach hiperglikemii [46]. GLUT11 Białko GLUT11 występuje w 3 izoformach, które różnią się między sobą fragmentami na N-końcu oraz miejscem występowania [53,54]. GLUT11A jest specyficzny dla serca, mięśni szkieletowych i nerek, GLUT11B występuje w łożysku, tkance tłuszczowej i nerkach, natomiast GLUT11C obecny jest w tkance tłuszczowej, sercu, mięśniach szkieletowych i trzustce [54,55]. Transportują one glukozę (Km około 0,16 mM ) i fruktozę, ale nie galaktozę [40]. Nie odnaleziono dotąd ortologów genów SLC2A11 u gryzoni [55]. Białko GLUT11 obecne w mięśniach szkieletowych człowieka, występuje głównie we włóknach mięśni wolno-kurczliwych. Długotrwały wysiłek fizyczny, cukrzyca typu II ani otyłość nie mają wpływu na ekspresję genu kodującego GLUT11, co sugeruje, iż lokalizacja i regulacja GLUT11 różni się od GLUT4 (który występuje zarówno we włóknach mięśni wolno-kurczliwych, a w mniejszym stopniu również szybko-kurczliwych) [56]. TRANSPORTERY Z RODZINY GLUT — KLASA III Białka należące do tej klasy łączy cecha, która odróżnia je zdecydowanie od pozostałych transporterów z rodziny GLUT. Pierwsza pętla pozakomórkowa transporterów z 75 klasy I i II jest największa i tam leży miejsce ich glikozylacji, u transporterów z klasy III pętla pierwsza jest taka, jak pozostałe, natomiast większa jest pętla dziewiąta (piąta licząc tylko pozakomórkowe) i tam znajduje się miejsce ufosforylowania. Drugą odróżniające je cechą jest ich wewnątrzkomórkowa lokalizacja w stanie podstawowym [57]. GLUT6 GLUT6 obecny jest w mózgu, śledzionie i leukocytach krwi obwodowej. Transport heksoz został zaobserwowany w zrekonstruowanym liposomie, gdzie wykryto jego aktywność dla glukozy przy stężeniu 5 mM, natomiast przy stężeniu 1 mM transport był wstrzymywany [58]. Na N-końcu białko GLUT6 posiada motyw dileucynowy, który odpowiada za retencję wewnątrzkomórkową białka w hodowli pierwotnej adipocytów szczura. Transporter jest wykrywany w błonie dopiero, gdy motyw dileucynowy ulegnie mutacji do alaniny. Bodźcami, które nie powodują translokacji białka GLUT6 z cytoplazmy do błony komórkowej są: insulina, estry forbolu oraz środowisko hiperosmotyczne [58]. Szczególna lokalizacja GLUT6 w leukocytach i śledzionie może wskazywać na pełnienie wysoko wyspecjalizowanych funkcji w utrzymaniu normalnej fizjologii tych komórek [59]. GLUT8 Białko GLUT8 występuje głównie w jądrach, ale w mniejszej ilości również w mózgu, nadnerczach, wątrobie, śledzionie, brunatnej tkance tłuszczowej i płucach. Wykazuje wysokie powinowactwo do glukozy (Km około 2 mM), której wiązanie się do transportera współzawodniczy z wiązaniem fruktozy oraz galaktozy [60]. Bodźce powodujące depolaryzację błony komórkowej, fosforylację kinazy A lub C, aktywację bądź hamowanie szlaków zależnych od kinaz tyrozynowych, spadek stężenia glukozy, stymulację kinazy białkowej aktywowanej przez AMP oraz szok osmotyczny nie powodują translokacji GLUT8 do błony w komórkach PC-12 (linia komórkowa wyprowadzona z guza chromochłonnego rdzenia nadnerczy szczura) [61]. Sugeruje to, że transporter ten jest głównie, jeśli nie wyłącznie, powiązany z błonami wewnątrzkomórkowymi. Tylko jedno badanie przeprowadzone na blastocystach, w którym dokonano mutacji motywu dileucynowego lokalizującego się na N-końcu białka, spowodowało translokację GLUT8 do błony komórkowej, co umożliwiło badania kinetyczne [62]. Podobny motyw można odnaleźć na C-końcu białka GLUT4, które znajduje się w cytoplazmie komórki i może ulec translokacji do błony w odpowiedzi na insulinę [63]. Translokację GLUT8 do błony komórkowej w odpowiedzi na insulinę zaobserwowano w blastocystach [64], jednak efekt ten nie został powtórzony w hodowli pierwotnej adipocytów, komórkach COS-7 (linia komórkowa wyprowadzona z fibroblastów nerki małpy) lub komórkach neuroblastomy wrażliwych na insulinę [58,65]. insuliny we krwi w odniesieniu do myszy dzikich [66,67]. Obecne były łagodne zmiany w mózgu (zwiększona proliferacja komórek nerwowych w zakręcie zębatym hipokampu, nadpobudliwość) [68], w sercu (zaburzenia transmisji fali elektrycznej w atrium) [66] i w plemnikach (zmniejszenie liczby ruchliwych plemników, co prawdopodobnie wiąże się ze zmniejszeniem potencjału błonowego mitochondriów i poziomu ATP w spermie) [67]. Myszy te wykazywały normalny poziom triacylogliceroli i wolnych kwasów tłuszczowych we krwi. Może to sugerować, że GLUT8 nie odgrywa znaczącej roli w utrzymaniu homeostazy glukozy w organizmie [66,67]. GLUT10 Transporter GLUT10 występuje w dużej ilości w wątrobie i trzustce, a jego mRNA odnaleziono również w sercu, płucach, mózgu, mięśniach szkieletowych, nerkach i tkance tłuszczowej [69,70]. Heterologiczna ekspresja SLC2A10 w oocytach Xenopus laevis, wykazała, że transportuje on z wysokim powinowactwem 2-DG (Km około 0,3 mM), z którą może współzawodniczyć glukoza oraz galaktoza, a jego aktywność hamowana jest przez działanie floretyny [70]. Immunocytochemiczne badania wykazały, że najprawdopodobniej w stanie podstawowym transporter wykazuje lokalizację cytoplazmatyczną, choć jest w stanie przemieścić się do błony komórkowej [71]. Charakterystyczną cechą GLUT10 na tle innych transporterów z rodziny GLUT jest brak motywu PESPR, który u pozostałych pojawia się zaraz za szóstą helisą [70]. Brak białka GLUT10 wykazuje asocjację z zespołem krętości tętnic (ang. arterial tortuosity syndrome). Jest to rzadkie schorzenie tkanki łącznej dziedziczone w sposób autosomalny recesywny, cechujące się krętością i wydłużeniem dużych i średnich naczyń tętniczych (w tym aorty) oraz zwiększonym ryzykiem wystąpienia tętniaków [71]. GLUT12 Transporter ten występuje głównie w mięśniach szkieletowych, sercu, jelicie cienkim i prostacie [72]. Charakterystyki tego białka dokonano w oocytach Xenopus laevis i dowiedziono, że o wiązanie glukozy z transporterem współzawodniczy fruktoza, galaktoza, 2-DG oraz cytochalazyna B. Jako członek III klasy GLUT12 posiada na N- i C- końcu motywy dileucynowe, z których ten na końcu N jest podobny do obecnego w białku GLUT8 [73]. W odpowiedzi na insulinę w mięśniach szkieletowych dochodzi do transportu białek GLUT4 oraz GLUT12 na powierzchnię błony [74]. Oba transportery przenoszą cukry z podobnym powinowactwem i przepustowością. Natomiast, w czasie chorób związanych z zaburzeniami metabolizmu, jak na przykład cukrzyca lub otyłość, ekspresja SLC2A12 pozostaje niezmieniona [56]. Powyższe informacje wskazują na to, że poza GLUT4 w mięśniach występuje transporter glukozy odpowiadający na bodźce insulinowe na drodze zależnej od PI-3K [74]. Myszy pozbawione genu kodującego GLUT8 — SLC2A8 były zdolne do życia i nie wykazywały różnic w masie ciała, akumulacji tkanki tłuszczowej ani w stężeniu glukozy czy 76 www.postepybiochemii.pl zacji błony komórkowej lub aktywacji kinazy białkowej C. [57]. Jednak inny zespół nie był w stanie zaobserwować translokacji do błony komórkowej w odpowiedzi na żaden z tych bodźców [76]. GLUT13 Białko GLUT13 (ang. HMIT — H -myo-inositol transporter) występuje głównie w mózgu (szczególnie w hipokampie, podwzgórzu, móżdżku oraz pniu mózgu), w mniejszych ilościach również w tkance tłuszczowej i nerkach. Sekwencja aminokwasowa zawiera wszystkie znane motywy ważne dla trasportu glukozy, jednak, jak na razie, nie wykazano żadnej aktywności w transporcie cukrów [75]. GLUT13 został zidentyfikowany jako transporter mioinozytolu w symporcie z jonami H+ (wartość Km około 100 μM — Tabela 1) oraz inozytolo-3-fosforanu (IP3) [76]. Jego aktywność hamują floretyna, florydzyna i w wysokich stężeniach cytochalazyna B [75]. W stanie podstawowym komórki GLUT13 pozostaje w cytoplazmie, jednak udało się zaindukować jego translokację do błony komórkowej w komórkach PC12 i hodowlach pierwotnych neuronów w wyniku depolary+ W mózgu mioinozytol jest prekursorem fosfatydyloinozytolu, który jest kluczowym elementem regulującym wiele szlaków. Zaburzenia w regulacji metabolizmu fosfatydyloinozytolu towarzyszą niektórym chorobom psychicznym, np. zaburzeniom afektywnym dwubiegunowym [77]. Ekspresja genu kodującego GLUT13 zachodzi głównie w mózgu, gdzie występują również dwa inne sodo-zależne transportery mioinozytolu: SMIT1 oraz SMIT2 (ang. sodium myo-inositol transporter). Stworzenie myszy pozbawionych GLUT13 wykazało, że transporter ten nie jest niezbędny do Tabela 1. Substraty, przybliżone wartości Km dla glukozy i lokalizacja tkankowa transporterów GLUT. TRANSPORTER (GEN KODUJĄCY) PRZYBLIŻONA WARTOŚĆ Km DLA GLUKOZY SUBSTRATY LOKALIZACJA TKANKOWA KLASA I GLUT1 (SLC2A1) glukoza 3-O-metyloglukoza, 2-DG, galaktoza, mannoza, glukozamina 3 mM erytrocyty,bariera krew-mózg, siatkówka, nerwy obwodowe, łożysko, śródbłonek, niektóre linie komórek rakowych GLUT2 (SLC2A2) glukoza galaktoza, D-mannoza, D-fruktoza, glukozamina 17 mM komórki β-trzustki, wątroba, nerki, jelita GLUT3 (SLC2A3) glukoza, galaktoza, mannoza, maltoza, ksyloza, kwas dehydroaskorbinowy 1,4 mM mózg, jądra, łożysko, embriony, niektóre linie komórek nowotworowych GLUT4 (SLC2A4) glukoza, kwas dehydroaskorbinowy, glukozamina 5 mM tkanka tłuszczowa, mięśnie szkieletowe, serce GLUT14 (SLC2A14) ? ? jądra KLASA II GLUT5 (SLC2A5) fruktoza - jelito cienkie, nerki, mózg, mięśnie szkieletowe, tkanka tłuszczowa GLUT7 (SLC2A7) glukoza, fruktoza 0,3 mM jelito cienkie, okrężnica, mRNA wykryte również w jądrach i prostacie GLUT9 (SLC2A9) glukoza, fruktoza, kwas moczowy 0,6 mM komórki trzustki, mRNA wykryte w nerkach, wątrobie, w mniejszej ilości również w jelicie cienkim, płucach, łożysku i leukocytach GLUT11 (SLC2A11) glukoza, fruktoza 0,16 mM GLUT11-A: mięśnie szkieletowe, nerki; GLUT11-B: łożysko, tkanka tłuszczowa, nerki; GLUT11-C: tkanka tłuszczowa, serce, mięśnie szkieletowe, trzustka KLASA III GLUT6 (SLC2A6) glukoza ? (mRNA) mózg, śledziona, leukocyty obwodowe GLUT8 (SLC2A8) glukoza, fruktoza, galaktoza 2 mM jądra, mózg, nadnercza, wątroba, śledziona, brązowa tkanka tłuszczowa, płuca GLUT10 (SLC2A10) 2-DG, glukoza, galaktoza ? wątroba i trzustka, mRNA wykryte również w sercu, płucach, mózgu, mięśniach szkieletowych, nerkach, tkance tłuszczowej GLUT12 (SLC2A12) glukoza, galaktoza, fruktoza, 2-DG ? mięśnie szkieletowe, serce, jelito cienkie, prostata GLUT13 (SLC2A13) mioinozytol, inozytolo-3-fosforan - mózg, tkanka tłuszczowa, nerki 2-DG — 2 deoksyglukoza ? — informacja nieznana - — nie dotyczy Postępy Biochemii 59 (1) 2013 77 transportu mioinozytolu ze środowiska zewnętrznego, do wnętrza neuronu [76]. Transportery z rodziny SGLT SGLT należą do dużej rodziny białek transbłonowych, transportujących glukozę, aminokwasy, witaminy, osmolity oraz niektóre jony w jelicie cienkim oraz kanaliku nerkowym. Zostało opisanych sześć izoform kotransporterów Na+/glukoza, choć prawdopodobnie najważniejszą funkcję spośród nich pełnią dwa: SGLT1 i SGLT2 [78]. Transport glukozy odbywa się na drodze symportu z jonami Na+, których stężenie wewnątrz komórki jest niższe niż na zewnątrz. W komórce działa pompa sodowo-potasowa, która utrzymuje odpowiednią polaryzację błony. Energia potrzebna do transportu glukozy pochodzi z hydrolizy wiązań bezwodnikowych cząsteczek ATP, które zużywane są na działanie pompy. Aby zachować elektroneutralność, wraz z glukozą i Na+ transportowane są aniony organiczne oraz woda [79]. Białka z rodziny SGLT są nie tylko aktywnymi kotransporterami cukrów, ale również pełnią rolę uniporterów jonów Na+, czujników glukozy oraz kanałów dla wody i kwasu moczowego. Taka różnorodność funkcjonalna (Ryc. 6) może sugerować, że wiele ich funkcji fizjologicznych nie zostało jeszcze odkrytych. Poza różnorodnością pełnionych funkcji, mogą pojawiać się różnice u poszczególnych organizmów, np. SGLT3 u ludzi jest czujnikiem glukozy niezdolnym do jej transportu, podczas gdy u świni pełni obydwie te funkcje [3]. SGLT1 SGLT1 jest białkiem błonowym transportującym glukozę oraz jony Na+ w stosunku 1:2. Składa się z 14 transbłonowych helis, miejsce glikozylacji leży między piątą a szóstą helisą, natomiast między szóstą a siódmą oraz ósmą a dziewiątą leży miejsce ich fosforylacji. Oba końce białka znajdują się poza komórką. Domena wiążąca i przenosząca glukozę obejmuje 5 transbłonowych segmentów i leży bliżej C-końca [79]. Transporter ten kodowany jest przez gen SLC5A1 i jego ekspresja zachodzi głównie w jelicie, aczkolwiek została odkryta na niskich poziomach również w nerkach, śliniankach przyusznych i podżuchwowych oraz w sercu [79]. Ma wysokie powinowactwo zarówno do glukozy jak i galaktozy, ale niską przepustowość. Jego działanie jest hamowane przez florydzynę [3]. Zanim glukoza przyłączy się do transportera, dwa jony Na+ wiążą się z nim, zmieniając jego konformację, co zwiększa powinowactwo do tego cukru. Wraz z nimi, SGLT1 przenosi równocześnie cząsteczki wody, u człowieka, średnio wraz z jednym molem zaabsorbowanej glukozy zostaje przetransportowane 220 moli (około czterech litrów) wody. Podczas nieobecności glukozy SGLT1 może pełnić funkcję uniportera jonów Na+ [3]. 78 Rycina 6. Wielofunkcyjność transporterów z rodziny SGLT. Opis rysunku w tekście. Na podstawie [80], zmienione. Brak lub niedostateczna aktywność tego transportera powoduje schorzenie jakim jest dziedziczne zaburzenie wchłaniania glukozy i galaktozy (ang. glucose-galactose malabsorption). Jest to choroba autosomalna recesywna, a połowa opisanych przypadków dotyczy rodzin, w których rodzice są spokrewnieni. Nieprawidłowa budowa transportera uniemożliwia wchłanianie monosacharydów takich jak glukoza i galaktoza, co prowadzi do podwyższonego stężenia tych cukrów w świetle jelita, a w konsekwencji powoduje zwiększone ciśnienie osmotyczne i utratę wody z enterocytów do światła jelita. Dodatkowo, cukry te ulegają fermentacji, co w konsekwencji prowadzi do powstania i akumulacji krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych. Kwasy te działają drażniąco na śluzówkę i indukują biegunkę, co z kolei prowadzi do odwodnienia i kwasicy metabolicznej. U niektórych pacjentów stwierdza się okresową glikozurię, co sugeruje, że schorzenie dotyczy nie tylko jelita, a również kanalików nerkowych. Objawy ustępują natychmiast po wprowadzeniu żywienia pozajelitowego lub całkowitym wyeliminowaniu węglowodanów z diety. Zaburzenie wchłaniania cukrów prostych nie dotyczy fruktozy, która transportowana jest normalnie [81]. SGLT1 odgrywa również kluczową rolę w doustnej rehydratacji (ORT, ang. oral rehydration therapy), która leczy przewlekłe biegunki. Jest to prosta, tania i efektywna metoda niwelująca odwodnienie organizmu spowodowane biegunką. Roztwór 1:1 glukozy i NaCl uzupełniony odpowiednią ilością potasu i cytrynianu, tak aby końcowa osmolarność wynosiła 245 mM, podany doustnie powoduje pobieranie glukozy w jelicie, a wraz z nią jonów Na+. Kotransportowi tych substancji towarzyszą aniony i woda [82]. SGLT1 zapewnia bierny transport do środka i na zewnątrz komórki wody oraz innych małych hydrofobowych cząsteczek. Przepuszczalność osmotyczna jest zbliżona do kanału dla wody AQP0 (akwaporyna, ang. aquaporin) i niemal 20-krotnie niższa niż AQP1. W odróżnieniu od innych kanałów wody, przepuszczalność SGLT1 zależy od konformacji białka. Aktywność transportera jest blokowana przez działanie florydzyny. Uniemożliwia ona również transport bierny mocznika, ale jedynie w buforze zawierającym jony Na+, floretyna blokuje transport zarówno wody jak i kwasu moczowego [3]. www.postepybiochemii.pl Podczas gdy jednostkowa przepustowość SGLT1 dla wody czy mocznika jest w stosunku do innych kanałów niewielka, to jednak kotransporter ten może odgrywać znaczącą rolę w transporcie tych cząsteczek, ze względu na bardzo wysoki poziom ekspresji (np. 250 000 cząsteczek SGLT1 w jednym enterocycie) [3]. SGLT2 W przeciwieństwie do SGLT1, SGLT2 jest transporterem o niskim powinowactwie, ale wysokiej przepustowości dla glukozy, a stosunek transportowanych cząsteczek glukozy i jonów Na+ wynosi 1:1. Gen kodujący SGLT2, SLC5A2 ulega ekspresji głównie w nerkach, jednak na niskim poziomie, jego mRNA jest również wykrywalne w gruczołach mlekowych, wątrobie, płucach, jelicie, mięśniach szkieletowych i śledzionie [3]. W dużej ilości SGLT2 występuje w części apikalnej komórek nabłonka segmentu S1 kanalika proksymalnego. Ponad 90% filtrowanej glukozy jest transportowane przez SGLT2 w początkowych odcinkach tego kanalika [79]. Transport glukozy przez nabłonek kanalika nerkowego angażuje dwa transportery cukrów: SGLT2 oraz GLUT2 zlokalizowane odpowiednio w apikalnej oraz w bazolateralnej części komórki i odbywa się w głównej mierze w początkowym odcinku kanalika proksymalnego. Tylko niewielka ilość glukozy jest reabsorbowana w dalszym segmencie (S3), gdzie zachodzi ekspresja genów kodujących SGLT1 oraz GLUT1 w apikalnej części błony komórkowej [79]. Mutacje w genie SLC5A2, kodującym białka SLGT2, powodują rodzinną glukozurię nerkową (FRG, ang. Familial Renal Glucosuria). Jest to rzadka, autosomalna recesywna choroba powodująca utratę glukozy z moczem od 1 do 170 gramów/dobę. W ciężkich przypadkach w ogóle nie występuje reabsorpcja glukozy w kanaliku nerkowym. Podczas gdy istnieje znacząca korelacja pomiędzy fenotypem FRG a genotypem SGLT2, widoczne są istotne wyjątki. Na przykład u jednego pacjenta przedwczesny kodon stop na obu allelach powoduje poważną glukozurię, a u innego, z tym samym genotypem, obserwuje się znacznie mniejsze wydalanie glukozy, co może sugerować udział innych transporterów z rodziny SGLT w reabsorpcji glukozy w kanaliku nerkowym, np. SGLT4, 5 lub 6 [83]. SGLT3 Gen SLC5A4, który koduje SGLT3, odnaleziony został w jelicie cienkim i mięśniach szkieletowych, jego mRNA odkryto również w macicy, płucach, mózgu, śledzionie, tarczycy, nerkach i tchawicy. Badania immunocytochemiczne wykazały, że białko to jest obecne w neuronach jelitowych, a nie w enterocytach. We włóknach mięśni szkieletowych, występowanie SGLT3 jest ograniczone do synaps. Syntetyzowane w oocytach Xenopus laevis białko znalazło się w błonie komórkowej, jednak było niezdolne do transportu glukozy. Testy elektrofizjologiczne wykazały, że glukoza powoduje specyficzną, wrażliwą na florydzynę, zależną od Na+ depolaryzację błony. Bazując na informacjach o właściwościach elektrofizjologicznych oraz miejscach występoPostępy Biochemii 59 (1) 2013 wania tego białka, można wnioskować, że SGLT3 nie jest transporterem glukozy, a jej czujnikiem. Przypuszczenia te zostały poparte badaniami wykazującymi, że glukoza reguluje perystaltykę jelit u ludzi i gryzoni, a neurony jelitowe u świnki morskiej są wrażliwe na glukozę [3]. Ostatnio wykonano badanie, w którym wywołano ekspresję genu SLC5A4 u Caenorhabditis elegans w neuronach chemo-wrażliwych. Następnie przeprowadzono testy na płytkach do badania chemotaksji. Okazało się, że nicienie transgeniczne podążały w kierunku 10 mM stężenia glukozy lub w kierunku przeciwnym, w zależności od pH, a odpowiedzi te były blokowane przez 100 mM stężenie florydzyny. Nicienie dzikie nie wykazywały żadnych reakcji w stosunku do glukozy [84]. SGLT1 oraz SGLT2 również mogą odgrywać rolę czujników glukozy w narządach takich jak serce czy mózg [79]. POZOSTAŁE TRANSPORTERY Z RODZINY SGLT SGLT4 transportuje mannozę i glukozę z niskim powinowactwem. Występuje w wielu rodzajach tkanek i narządów, w tym także w trzustce [82]. SGLT5 występuje prawie wyłącznie w nerkach oraz na bardzo niskim poziomie również w jądrach. Jest kotransporterem mannozy, fruktozy, glukozy oraz galaktozy wraz z jonami Na+. Bierze udział w reabsorbcji glukozy w kanalikach nerkowych, jednak jego znaczenie jest mniejsze w porównaniu do SGLT2 [85]. SGLT6 (SMIT2) jest transporterem o wysokim powinowactwie do mioinozytolu (Km około 120 μM; wartość ta bliska jest stężeniu tego związku w cytoplazmie), z niskim powinowactwem transportuje również glukozę [82]. PODSUMOWANIE W komórkach ssaków występuje wiele białek transportujących cukry proste. W każdej tkance zachodzi ekspresja genów kodujących kilka transporterów (same mięśnie szkieletowe wykazują obecność przynajmniej 6 białek z rodziny GLUT), co sprawia, że pobieranie glukozy jest ściśle regulowane, a przez to wydajne i adekwatne do zapotrzebowania komórki. Każdy transporter ma różne właściwości kinetyczne, specyficzność tkankową i substratową oraz sposób regulacji rekrutacji do błony komórkowej, dzięki którym może pełnić konkretne funkcje w utrzymywaniu homeostazy glukozy w całym organizmie. Mutacje w genach kodujących białka poszczególnych trasporterów mogą prowadzić do poważnych chorób genetycznych a także narażać chorego na ryzyko wystąpienia u niego zespołu metabolicznego, otyłości czy cukrzycy. Wiadomo również, że niektóre typy nowotworów ze względu na zwiększone potrzeby glikolityczne wykazują podwyższoną ekspresję genów kodujących poszczególne transportery [6]. Lokalizacja białek może być zdeterminowana nie tylko w stosunku do tkanki, ale również do części spolaryzowanej komórki. W komórkach nabłonkowych transportery lokalizujące się po apikalnej stronie to: GLUT 3, 5, 7, 9a, po bazolateralnej — GLUT 1, 2, 9b. Dla wszystkich izoform klasy III została określona lokalizacja wewnątrzkomórkowa i na razie nie 79 Tabela 2. Substraty, przybliżona wartości Km, kotransportowane jony i lokalizacja tkankowa białek SGLT. TRANSPORTER (GEN KODUJĄCY) SUBSTRATY PRZYBLIŻONA WARTOŚĆ Km DLA GLUKOZY KOTRANSPORTOWANE JONY LOKALIZACJA TKANKOWA SGLT1 (SLC5A1) glukoza, galaktoza (mocznik i woda) 0,5 mM Na+ (H+); kanał dla wody i mocznika jelito cienkie, tchwica, nerka, serce, mózg, jądra, prostata SGLT2 (SLC5A2) glukoza 2 mM Na+ nerka, mózg, wątroba, tarczyca, mięśnie szkieletowe, serce SGLT3 (SLC5A4) Na+ (H+) - aktywowany glukozą kanał Na+ (H+) jelito cienkie (neurony cholinergiczne), mięśnie szkieletowe, nerka, macica, jądra SGLT4 (SLC5A9) glukoza, mannoza 2,4 mM ? jelito, nerka, wątroba, mózg, płuca, tchawica, macica, trzustka SGLT5 (SLC5A10) mannoza, fruktoza, glukoza, galaktoza ? Na+ nerka, jądra SGLT6 (SLC5A10) mioinozytol, glukoza 35 mM Na+ mózg, nerka, jelito ? — informacja nieznana - — nie dotyczy wiadomo, czy pełnią one ważną funkcję wewnątrz komórki oraz czy istnieje bodziec, który powoduje ich translokację do błony. Potencjalne bodźce stymulujące translokację były szczególnie badane dla białek GLUT8 oraz GLUT13. Rodzina transporterów GLUT przez ostatnią dekadę rozszerzyła się do 14 białek, co sugeruje złożoność regulacji nie tylko metabolizmu glukozy, ale również innych substratów tych transporterów [6]. Poza monosacharydami białka GLUT przenoszą również mioinozytol i fosfatydylo-3-inozytol, a GLUT9 pełni bardzo ważną rolę w transporcie kwasu moczowego. Podwyższone stężenie kwasu moczowego we krwi nie jest wtórnym objawem takich schorzeń jak otyłość czy cukrzyca, a może być jedną z ich przyczyn, dlatego dokładne poznanie fizjologii tego transportera może być istotnym czynnikiem w walce z powyższymi chorobami [47]. Wiedza na temat transporterów SGLT intensywnie przyrasta, poszerzyła się również świadomość dotycząca fizjologicznej roli tych białek w różnych tkankach, a ich dysfunkcjom zostały przypisane pewne poważne choroby. Dzięki znajomości właściwości kinetycznych transporterów SGLT została opracowana terapia ORT, która została uznana za jeden z sukcesów medycyny XX wieku. Niedawno udało się zaprojektować leki hipoglikemizujące, których celem są właśnie transportery SGLT obecne w kanalikach nerkowych (obecnie leki te znajdują się w III fazie badań klinicznych) [3]. Wnikliwe zrozumienie fizjologicznej funkcji tych białek i sposobów regulacji ekspresji ich genów, w przyszłości może pomóc zrozumieć molekularne podłoże chorób metabolicznych i być może dostosować do niego odpowiednie leczenie. PIŚMIENNICTWO 1. Frayn KN (2010) Metabolic Regulation. A Human Perspective, Blackwell Publishing, wydanie III, Oxford 80 2. Murray RK, Granner DK, Rodwell VW (2008) Biochemia Harpera, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 3. Zhao FQ, Keating AF (2007) Functional properties and genomics of glucose transporters. Curr Genomics 8: 113-28 4. Wright EM, Loo DD, Hirayama BA (2011) Biology of human sodium glucose transporters. Physiol Rev 91: 733-794 5. Karim S, Adams DH, Lalor PF (2012) Hepatic expression and cellular distribution of the glucose transporter family. World J Gastroenterol 18: 6771-6781 6. Augustin R (2010) The protein family of glucose transport facilitators: It’s not only about glucose after all. Life 62: 315-333 7. Carruthers A, DeZutter J, Ganguly A, Devaskar SU (2009) Will the original glucose transporter isoform please stand up! Am J Physiol Endocrinol Metab 297: E836-848 8. Uldry M, Ibberson M, Hosokawa M, Thorens B (2002) GLUT2 is a high affinity glucosamine transporter. FEBS Lett 524: 199-203 9. Brown GK (2000) Glucose transporters: structure, function and consequences of deficiency. J Inherit Metab Dis 23: 237-246 10. Seehusen DA, Reeves MM, Fomin DA (2003) Cerebrospinal fluid analysis. Am Fam Physician 68: 1103-1108 11. Chen Y, Swanson RA (2003) Astrocytes and brain injury. Cereb Blood Flow Metab 23: 137-149 12. Thorens B, Mueckler M (2010) Glucose transporters in the 21st Century. Am J Physiol Endocrinol Metab 298: E141-145 13. Klepper J (2012) GLUT1 deficiency syndrome in clinical practice. Epilepsy Res 100: 272-7 14. Klepper J (2008) Glucose transporter deficiency syndrome (GLUT1DS) and the ketogenic diet. Epilepsia 49 (Suppl 8), 46–49: E227-37 15. Ohtsubo K, Takamatsu S, Minowa MT, Yoshida A, Takeuchi M, Marth JD (2005) Dietary and genetic control of glucose transporter 2 glycosylation promotes insulin secretion in suppressing diabetes. Cell 123: 1307-1321 16. Kellett GL, Helliwell PA (2000) The diffusive component of intestinal glucose absorption is mediated by the glucose-induced recruitment of GLUT2 to the brush-border membrane. Biochem J 350: 155-162 17. Mace OJ, Affleck J, Patel N, Kellett GL (2007) Sweet taste receptors in rat small intestine stimulate glucose absorption through apical GLUT2. J Physiol 582.1: 379-392 18. Morgan EL, Mace OJ, Affleck J, Kellett GL (2007) Apical GLUT2 and Cav1.3: regulation of rat intestinal glucose and calcium absorption. J Physiol 580: 593-604 19. Stelmańska E (2009) The important role of GLUT2 in intestinal sugar transport and absorption. Postepy Biochem 55: 385-387 www.postepybiochemii.pl 20. Santer R, Groth S, Kinner M, Dombrowski A, Berry GT, Brodehl J, Leonard JV, Moses S, Norgren S, Skovby F, Schneppenheim R, Steinmann B, Schaub J (2002) The mutation spectrum of the facilitative glucose transporter gene SLC2A2 (GLUT2) in patients with Fanconi-Bickel syndrome. Hum Genet 110: 21-9 21. Simpson IA, Dwyer D, Malide D, Moley KH, Travis A, Vannucci SJ (2008) The facilitative glucose transporter GLUT3: 20 years of distinction. Am J Physiol Endocrinol Metab 295: E242-253 22. Maltepe E, Bakardjiev AI, Fisher SJ (2010) The placenta: transcriptional, epigenetic, and physiological integration during development. J Clin Invest 120: 1016-1025 23. Ciampi R, Vivaldi A, Romei C, Del Guerra A, Salvadori P, Cosci B, Pinchera A, Elisei R (2008) Expression analysis of facilitative glucose transporters (GLUTs) in human thyroid carcinoma cell lines and primary tumors. Mol Cell Endocrinol 291: 57-62 24. Rodríguez-Enríquez S, Marín-Hernández A, Gallardo-Pérez JC, Moreno-Sánchez R (2009) Kinetics of transport and phosphorylation of glucose in cancer cells. J Cell Physiol 221: 552-559 25. Roeske D, Ludwig KU, Neuhoff N, Becker J, Bartling J, Bruder J, Brockschmidt FF, Warnke A, Remschmidt H, Hoffmann P, Muller-Myhsok B, Nothen MM, Schulte-Korne G (2011) First genome-wide association scan on neurophysiological endophenotypes points to trans-regulation effects on SLC2A3 in dyslexic children. Mol Psychiatry 16: 97-107 26. Huang S, Czech MP (2007) The GLUT4 glucose transporter. Cell Metab 5: 237-252 27. Kasahara T, Kasahara M (1997) Characterization of rat Glut4 glucose transporter expressed in the yeast Saccharomyces cerevisiae: comparison with Glut1 glucose transporter. Biochim Biophys Acta 1324: 111139 28. Ishikura S, Koshkina A, Klip A (2008) Small G proteins in insulin action: Rab and Rho families at the crossroads of signal transduction and GLUT4 vesicle traffic. Acta Physiol 192: 61-74 29. Klip A (2009) The many ways to regulate glucose transporter 4. Appl Physiol Nutr Metab 34: 481-487 30. Santos JM, Ribeiro SB, Gaya AR, Appell HJ, Duarte JA (2008) Skeletal muscle pathways of contraction-enhanced glucose uptake. Int J Sports Med 29: 785-794 31. Czech MP, Corvera S (1999) Signaling mechanisms that regulate glucose transport. J Biol Chem 274: 1865-1868 32. Eguez L, Lee A, Chavez JA, Miinea CP, Kane S, Lienhard GE, McGraw TE (2005) Full intracellular retention of GLUT-4 requires AS160 Rab GTPase activating protein. Cell Metab 2: 263-272 33. Riek U, Scholz R, Konarev P, Rufer A, Suter M, Nazabal A, Ringler P, Chami M, Muller SA, Neumann D, Forstner M, Hennig M, Zenobi R, Engel A, Svergun D, Schlattner U, Wallimann T (2008) Structural properties of AMP-activated protein kinase: dimerization, molecular shape, and changes upon ligand binding. J Biol Chem 283: 18331-18343 34. Suter M, Riek U, Tuerk R, Schlattner U, Wallimann T, Neumann D (2006) Dissecting the role of 5′-AMP for allosteric stimulation, activation, and deactivation of AMP-activated protein kinase. J Biol Chem 281: 32207-32216 35. Jessen N, Goodyear LJ (2005) Contraction signaling to glucose transport in skeletal muscle. J Appl Physiol 99: 330-337 36. Woods A, Dickerson K, Heath R, Hong SP, Momcilovic M, Johnstone SR, Carlson M, Carling D (2005) Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase kinase-b acts upstream of AMP-activated protein kinase in mammalian cells. Cell Metab 2: 21-33 37. Cartee GD, Funai K (2009) Exercise and insulin: convergence or divergence at AS160 and TBC1D1? Exerc Sport Sci Rev 37: 188-195 38. Mikłosz A, Konstantynowicz K, Stepek T, Chabowski A (2011) The role of protein AS160/TBC1D4 in the transport of glucose into skeletal muscles. Postepy Hig Med Dosw 65: 270-276 41. Kane S, Seatter MJ, Gould GW (1997) Functional studies of human GLUT5: effect of pH on substrate selection and an analysis of substrate interactions. Biochem Biophys Res Commun 238: 503-505 42. Douard V, Ferraris RP (2008) Regulation of the fructose transporter GLUT5 in health and disease. Am J Physiol Endocrinol Metab 295: E227-237 43. Sun SZ, Empie MW (2012) Fructose metabolism in humans — what isotopic tracer studies tell us. Nutr Metab (Lond) 9: 89 44. Jürgens H, Haass W, Castañeda TR, Schürmann A, Koebnick C, Dombrowski F, Otto B, Nawrocki AR, Scherer PE, Spranger J, Ristow M, Joost HG, Havel PJ, Tschöp MH (2005) Consuming fructose-sweetened beverages increases body adiposity in mice. Obes Res 13: 1146-1156 45. Li Q, Manolescu A, Ritzel M, Yao S, Slugoski M, Young JD, Chen XZ, Cheeseman CI (2004) Cloning and functional characterization of the human GLUT7 isoform SLC2A7 from the small intestine. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol 287: G236-242 46. Evans SA, Doblado M, Chi MM, Corbett JA, Moley KH (2009) Facilitative Glucose Transporter 9 (GLUT9) expression affects glucose sensing in pancreatic beta cells. Endocrinology 150: 5302-5310 47. Doblado M, Moley KH (2009) Facilitative glucose transporter 9, a unique hexose and urate transporter. Am J Physiol Endocrinol Metab 297: E831-835 48. Vitart V, Rudan I, Hayward C, Gray NK, Floyd J, Palmer CN, Knott SA, Kolcic I, Polasek O, Graessler J, Wilson JF, Marinaki A, Riches PL, Shu X, Janicijevic B, Smolej-Narancic N, Gorgoni B, Morgan J, Campbell S, Biloglav Z, Barac-Lauc L, Pericic M, Klaric IM, Zgaga L, Skaric-Juric T, Wild SH, Richardson WA, Hohenstein P, Kimber CH, Tenesa A, Donnelly LA, Fairbanks LD, Aringer M, McKeigue PM, Ralston SH, Morris AD, Rudan P, Hastie ND, Campbell H, Wright AF (2008) SLC2A9 is a newly identified urate transporter influencing serum urate concentration, urate excretion and gout. Nat Genet 40: 437-442 49. Anzai N, Ichida K, Jutabha P, Kimura T, Babu E, Jin CJ, Srivastava S, Kitamura K, Hisatome I, Endou H, Sakurai H (2008) Plasma urate level is directly regulated by a voltage-driven urate efflux transporter URATv1 (SLC2A9) in humans. J Biol Chem 283: 26834-26838 50. Preitner F, Bonny O, Laverriere A, Rotman S, Firsov D, Da Costa A, Metref S, Thorens B (2009) Glut9 is a major regulator of urate homeostasis and its genetic inactivation induces hyperuricosuria and urate nephropathy. Proc Natl Acad Sci USA 106: 15501-15506 51. Matsuo H, Chiba T, Nagamori S, Nakayama A, Domoto H, Phetdee K, Wiriyasermkul P, Kikuchi Y, Oda T, Nishiyama J, Nakamura T, Morimoto Y, Kamakura K, Sakurai Y, Nonoyama S, Kanai Y, Shinomiya N (2008) Mutations in glucose transporter 9 gene SLC2A9 cause renal hypouricemia. Am J Hum Genet 83: 744-751 52. Augustin R, Carayannopoulos MO, Dowd LO, Phay JE, Moley JF, Moley KH (2004) Identification and characterization of human glucose transporter- like protein-9 (GLUT9): alternative splicing alters trafficking. J Biol Chem 279: 16229-16236 53. Sasaki T, Minoshima S, Shiohama A, Shintani A, Shimizu A, Asakawa S, Kawasaki K, Shimizu N (2001) Molecular cloning of a member of the facilitative glucose transporter gene family GLUT11 (SLC2A11) and identification of transcription variants. Biochem Biophys Res Commun 289: 1218-1224 54. Wu X, Li W, Sharma V, Godzik A, Freeze HH (2002) Cloning and characterization of glucose transporter 11, a novel sugar transporter that is alternatively spliced in various tissues. Mol Genet Metab 76: 37-45 55. Scheepers A, Schmidt S, Manolescu A, Cheeseman CI, Bell A, Zahn C, Joost HG, Schurmann A (2005) Characterization of the human SLC2A11 (GLUT11) gene: alternative promoter usage, function, expression, and subcellular distribution of three isoforms, and lack of mouse orthologue. Mol Membr Biol 22: 339-351 39. Wu X, Freeze HH (2002) GLUT14, a duplicon of GLUT3, is specifically expressed in testis as alternative splice forms. Genomics 80: 553-557 56. Gaster M, Handberg A, Schurmann A, Joost HG, Beck-Nielsen H, Schroder HD (2004) GLUT11, but not GLUT8 or GLUT12, is expressed in human skeletal muscle in a fibre type-specific pattern. Pflugers Arch 448: 105-13 40. Manolescu AR, Witkowska K, Kinnaird A, Cessford T, Cheeseman C (2007) Facilitated hexose transporters: new perspectives on form and function. Physiology (Bethesda) 22: 234-240 57. Uldry M, Steiner P, Zurich MG, Beguin P, Hirling H, Dolci W, Thorens B (2004) Regulated exocytosis of an H(1)/myoinositol symporter at synapses and growth cones. EMBO J 23: 531-540 Postępy Biochemii 59 (1) 2013 81 58. Lisinski I, Schurmann A, Joost HG, Cushman SW, Al- Hasani H (2001) Targeting of GLUT6 (formerly GLUT9) and GLUT8 in rat adipose cells. Biochem J 358: 517-522 59. Porpaczy E, Bilban M, Heinze G, Gruber M, Vanura K, Schwarzinger I, Stilgenbauer S, Streubel B, Fonatsch C, Jaeger U (2009) Gene expression signature of chronic lymphocytic leukaemia with Trisomy 12. Eur J Clin Invest 39: 568-575 60. Ibberson M, Uldry M, Thorens B (2000) GLUTX1, a novel mammalian glucose transporter expressed in the central nervous system and insulin-sensitive tissues. J Biol Chem 275: 4607-4612 61. Widmer M, Uldry M, Thorens B (2005) GLUT8 subcellular localization and absence of translocation to the plasma membrane in PC12 cells and hippocampal neurons. Endocrinology 146: 4727-4736 62. Schmidt U, Briese S, Leicht K, Schurmann A, Joost HG, Al-Hasani H (2006) Endocytosis of the glucose transporter GLUT8 is mediated by interaction of a dileucine motif with the beta2-adaptin subunit of the AP-2 adaptor complex. J Cell Sci 119: 2321-2331 63. Shewan AM, Marsh BJ, Melvin DR, Martin S, Gould GW, James DE (2000) The cytosolic C-terminus of the glucose transporter GLUT4 contains an acidic cluster endosomal targeting motif distal to the dileucine signal. Biochem J 350: 99-107 64. Carayannopoulos MO, Chi MM, Cui Y, Pingsterhaus JM, McKnight RA, Mueckler M, Devaskar SU, Moley KH (2000) GLUT8 is a glucose transporter responsible for insulin stimulated glucose uptake in the blastocyst. Proc Natl Acad Sci USA 97: 7313-7318 65. Shin BC, McKnight RA, Devaskar SU (2004) Glucose transporter GLUT8 translocation in neurons is not insulin responsive. J Neurosci Res 75: 835-844 66. Membrez M, Hummler E, Beermann F, Haefliger JA, Savioz R, Pedrazzini T, Thorens B (2006) GLUT8 is dispensable for embryonic development but influences hippocampal neurogenesis and heart function. Mol Cell Biol 26: 4268-4276 71. Coucke PJ, Willaert A, Wessels MW, Callewaert B, Zoppi N, De Backer J, Fox JE, Mancini GM, Kambouris M, Gardella R, Facchetti F, Willems PJ, Forsyth R, Dietz HC, Barlati S, Colombi M, Loeys B, De Paepe A (2006) Mutations in the facilitative glucose transporter GLUT10 alter angiogenesis and cause arterial tortuosity syndrome. Nat Genet 38: 452-457 72. Rogers S, Macheda ML, Docherty SE, Carty MD, Henderson MA, Soeller WC, Gibbs EM, James DE, Best JD (2002) Identification of a novel glucose transporter-like protein- GLUT-12. Am J Physiol Endocrinol Metab 282: E733-738 73. Flessner LB, Moley KH (2009) Similar [DE]XXXL[LI] motifs differentially target GLUT8 and GLUT12 in Chinese hamster ovary cells. Traffic 10: 324-333 74. Stuart CA, Howell ME, Zhang Y, Yin D (2009) Insulinstimulated translocation of glucose transporter (GLUT) 12 parallels that of GLUT4 in normal muscle. J Clin Endocrinol Metab 94: 3535-3542 75. Uldry M, Ibberson M, Horisberger JD, Chatton JY, Riederer BM, Thorens B (2001) Identification of a mammalian H(1)- myo-inositol symporter expressed predominantly in the brain. EMBO J 20: 4467-77 76. Di Daniel E, Mok MH, Mead E, Mutinelli C, Zambello E, Caberlotto LL, Pell TJ, Langmead CJ, Shah AJ, Duddy G, Kew JN, Maycox PR (2009) Evaluation of expression and function of the H1/myo-inositol transporter HMIT. BMC Cell Biol 10: 54 77. Di Daniel E, Cheng L, Maycox PR, Mudge AW (2006) The common inositol-reversible effect of mood stabilizers on neurons does not involve GSK3 inhibition, myo-inositol-1-phosphate synthase or the sodium-dependent myo-inositol transporters. Mol Cell Neurosci 32: 27-36 78. Sabino-Silva R, Mori RC, David-Silva A, Okamoto MM, Freitas HS, Machado UF (2010) The Na+/glucose cotransporters: from genes to therapy. Braz J Med Biol Res 43: 1019-1026 79. Wright EM, Loo DD, Hirayama BA, Turk E (2004) Surprising versatility of Na+-glucose cotransporters: SLC5. Physiology 19: 370-376 67. Gawlik V, Schmidt S, Scheepers A, Wennemuth G, Augustin R, Aumuller G, Moser M, Al-Hasani H, Kluge R, Joost HG, Schümann A (2008) Targeted disruption of Slc2a8 (GLUT8) reduces motility and mitochondrial potential of spermatozoa. Mol Membr Biol 25: 224-235 80. Wright EM, Turk E (2004) The sodium/glucose cotransport family SLC5. Pflugers Arch 447: 510-518 68. Schmidt S, Gawlik V, Hölter SM, Augustin R, Scheepers A, Behrens M, Wurst W, Gailus-Durner V, Fuchs H, Hrabe´ de Angelis M, Kluge R, Joost HG, Schürmann A (2008) Deletion of glucose transporter GLUT8 in mice increases locomotor activity. Behav Genet 38: 396-406 82. Wright EM, Hirayama BA, Loo DF (2007) Active sugar transport in health and disease. J Intern Med 261: 32-43 69. McVie-Wylie AJ, Lamson DR, Chen YT (2001) Molecular cloning of a novel member of the GLUT family of transporters, SLC2a10 (GLUT10), localized on chromosome 20q13.1: a candidate gene for NIDDM susceptibility. Genomics 72: 113-117 70. Dawson PA, Mychaleckyj JC, Fossey SC, Mihic SJ, Craddock AL, Bowden DW (2001) Sequence and functional analysis of GLUT10: a glucose transporter in the Type 2 diabetes- linked region of chromosome 20q12–13.1. Mol Genet Metab 74: 186-199 81. Korczowski B, Socha J (2008) Dziedziczne zaburzenie wchłaniania glukozy i galaktozy. Gastroenterologia Polska 15: 241-243 83. Santer R, Calado J (2010) Familial renal glucosuria and SGLT2: from a mendelian trait to a therapeutic target. Clin J Am Soc Nephrol 5: 133141 84. Diez-Sampedro A, Hirayama BA, Osswald C, Gorboulev V, Baumgarten K, Volk C, Wright EM, Koepsell H (2003) A glucose sensor hiding in a family of transporters. Proc Natl Acad Sci USA 100: 11753-11758 85. Grempler R, Augustin R, Froehner S, Hildebrandt T, Simon E, Mark M, Eickelmann P (2012) Functional characterisation of human SGLT-5 as a novel kidney-specific sodium-dependent sugar transporter. FEBS Lett 586: 248-253 The role of glucose transporters in human metabolic regulation Zofia Magier, Robert Jarzyna Department of Metabolic Regulation, Biochemistry Institute, Faculty of Biology, University of Warsaw, 1 Miecznikowa St., 02-096 Warszawa, Poland  e-mail: [email protected] Key words: glucose homeostasis, glucose transporters, GLUT, SGLT Abstract Glucose is one of the most important sources of energy in human metabolizm. Cells absorb it by active transport (with SGLT transporters) or by facilitated diffusion (with GLUT transporters). GLUT family consists of 14 proteins grouped in 3 subclasses based on similarities in their architecture. They differ from one another in affinity to glucose, tissue distribution and type of signals that cause their translocaton to the cell membrane what results in different levels of sugar transport into the tissues. SGLT proteins cotransport glucose with Na+ ions. Energy required to this transport is acquired from gradient of Na+ ions that is maintained by Na+/K+-ATPase. SGLT family consists of 12 proteins which include sugar cotransporters of anions, vitamins and short-chain fatty acids. Some of them also have a function of glucose sensors as well as water and urea channels. 82 www.postepybiochemii.pl