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Comunicado 147 Técnico ISSN Brasília, DF Dezembro, 2006 Ditylenchus dipsaci UM NEMATÓIDE DE IMPORTÂNCIA QUARENTENÁRIA PARA IMPORTAÇÃO DE DIVERSOS PRODUTOS PELO BRASIL Renata Cesar Vilardi Tenente 1 INTRODUÇÃO Ditylenchus é um dos gêneros mais complexos de nematóide de plantas e sua posição sistemática está dentro da Ordem Tylenchida, sendo trocado inúmeras vezes, com diversas sinonímias, tendo diversas espécies sido transferidas para outros gêneros (STURHAN e BRZESKI, 1991). Segundo esses autores, o gênero apresenta 81 espécies descritas e entre elas somente três são de importância econômica, como parasitas de plantas superiores, D. dipsaci, D. angustus e D. destructor. As espécies do gênero Ditylenchus apresentam uma faixa grande de hospedeiros, incluindo plantas silvestres. Sua ocorrência tem sido relatada desde 60 o N para 50 o S de latitude (LORDELLO, 1988). Os nematóides do gênero Ditylenchus provocam lesões em plantas superiores e são responsáveis pelos danos diretos e indiretos na produção de diversas culturas. Dentre as espécies economicamente importantes, a mais devastadora é Ditylenchus dipsaci (KUHN, 1857) Filipjev, 1936 e é a mais importante espécie no Brasil, para a cultura do alho. Esta espécie é cosmopolita polífaga, com a qual originou a denominação de raças fisiológicas que se referiam o nome a seu hospedeiro principal ou aqueles em que foram encontradas pela primeira vez. Onze raças distintas foram relatadas por Seinhorst (1956); e 20 a 21 por Hesling (1966), quinze raças de D. dipsaci foram reconhecidas por Decker (1981); Sturhan (1971) e Kirjanova e Krall (1971) citados por Gubina (1988). Entretanto, Metlitsky (1972) mencionou a presença de 15 raças distintas, reconhecidas em 11 hospedeiros diferenciais. Mais tarde, Ladygina (1969) citado por Gubina (1988) e Gubina (1988) relataram a presença de 30 e 15 raças, respectivamente. Por estas diversas citações, pode-se verificar a complexidade da espécie D. dipsaci. 1 Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia. Charchar et al. (1980) relataram pela primeira vez a presença de D. dipsaci no Brasil, na cultura do alho (Allium sativum) nos Estados de Minas Gerais e Santa Catarina. Desde então este nematóide foi disseminado em quase todos os estados, como os Estados de São Paulo, Paraná, Rio de Janeiro, Espírito Santo e outros e conseqüentemente em todos os municípios plantadores de alho, devido ao uso de bulbilhos contaminados com o parasita, (CURI et al., 1984; SANTOS, 1988; SILVA et al., 1984; ATHAYDE et al.,1982). Outros relatos foram feitos sobre a presença de D. dipsaci em Medicago sativa (MONTEIRO et al., 1985) e em Triticum sativum (LUZ, 1982) apenas no estado do Rio Grande do Sul, para ambas as culturas. Portanto, para um eficiente programa de manejo fitossanitário desta espécie de nematóide, é importante conhecer sobre esta espécie, D. dipsaci, bem como sobre as raças que ocorrem ou não no Brasil. A posição taxonômica de D. dipsaci é: Classe: Secernentea; Ordem: Tylenchida Thorne, 1949 e a Família: Anguinidae Paramonov, Este parasita é conhecido com o nome vulgar de Nematóide dos bulbos e caules ou nematóide do amarelão do alho, no Brasil. No idioma em inglês é citado como: stem and bulb nematode; stem nematode; teasel nematode ou bulb nematode. Em referência as sinonímias desta espécie de nematóide, estão listadas abaixo: Anguillula dipsaci Kühn, 1857 Anguillulina dipsaci (KÜHN, 1857) Gervais e Van Beneden, 1859 Tylenchus dipsaci (Kühn, 1857) Bastian, 1865 Anguillula secalis Nitschke, 1868 Anguillula devastatrix Kühn, 1869 Tylenchus askenasyi Bütschli, 1873 Anguillula putrefaciens Kühn, 1879 Tylenchus devastatrix (Kühn, 1869) Oerley, 1880 Tylenchus havensteinii Kühn, 1881 Tylenchus hyacinthi Prillieux, 1881 Tylenchus allii Beijerinck, 1883 Anguillulina dipsaci var. allocotus Steiner, 1934 Anguillulina dipsaci var. amsinckiae Steiner & Scott, 1935 Anguillulina dipsaci var. communis Steiner & Scott, 1935 Tylenchus dipsaci var. tobaensis Schneider, 1937 Ditylenchus dipsaci var. allocotus (Steiner, 1934) Filipjev & Schuurmans Stekhoven, 1941 Ditylenchus allocotus Filipjev & Schuurmans Stekhoven, 1941 Ditylenchus amsinckiae Filipjev & Schuurmans Stekhoven, 1941 Ditylenchus dipsaci var. hyacinthi (Prillieux, 1881) Filipjev & Schuurmans Stekhoven, 1941 Ditylenchus dipsaci var. narcissi Filipjev & Schuurmans Stekhoven, 1941 Ditylenchus fragariae Kirjanova, 1951 Ditylenchus tobaensis Kirjanova, 1951 Ditylenchus trifolii Skarbilovich, 1957 Morfologia: Gênero Ditylenchus Filipjev, 1936 (sensu Brzeski, 1991; STURHAN e BRZESKI, 1991) Vermes roliços, alongados, delgados, afilados para as extremidades e microscópicos (ver dimensões). Há pouca diferença na morfologia da fêmea, do macho e de suas fases juvenis livres (o primeiro estádio juvenil, que ocorre no ovo, não tem estilete), exceto quanto aos órgãos reprodutores e copulatórios dos adultos e ao tamanho dos juvenis. Quando estão mortos, por aquecimento a 60-65ºC, assumem postura reta ou muito pouco curvada para o lado ventral. Região labial baixa com armadura fracamente esclerosada. Estilete pouco robusto, com comprimento de 5 a 14 µm, e bulbos basais pequenos; cone correspondendo de 1/3 a 1/2 do comprimento do estilete. Bulbo mediano do esôfago muscular e valvulado, ou sem músculos radiais e válvula, ou até mesmo ausente; istmo longo e glândulas esofagianas contidas em bulbo basal, que pode se estender como lobo sobre o intestino. Fêmea com vulva bem posterior, ramo anterior do aparelho reprodutor bem desenvolvido e saco uterino posterior. Cauda conóide alongada. Macho geralmente com cauda semelhante à da fêmea; bursa não alcançando a ponta da cauda. Suas dimensões variam em função da espécie, raça, hospedeiro e fatores ambientes diversos. Descrição Ditylenchus dipsaci (Kühn, 1857) Filipjev, 1936 Dimensões (STURHAN e BRZESKI, 1991) Fêmeas: L (comprimento) = 1,0-2,2 mm; a = 36-64; b = 6,5-12; c = 11-20; c = 3-6; V = 76-86; estilete = µm (Figura 1). Machos: L = 1,0-1,9 mm; a = 37-74; b = 6-15; c = 12-19; estilete = µm (Figura 1). Súmula morfológica Fêmea: pouco maior que o macho (ver as medidas acima). Postura, quando relaxada, reta ou um pouco curvada para o lado ventral. Poro excretor delicado, à altura do terço posterior da região esofagiana. Vulva bem posterior (V = 76-86%). Ânus aos 91-95% do comprimento total do corpo. Cauda cônica, com término sempre agudo e tão longa quanto 3-6 diâmetros do corpo à altura do ânus. Campo lateral com 4 linhas. Região labial baixa, lisa, não ou muito pouco destacada do corpo. Armadura labial moderada. Estilete bucal moderadamente robusto, relativamente longo (mais de 10 µm de comprimento), com a metade anterior formada pelo cone e haste com os bulbos basais arredondados, bulbo mediano do esôfago fusiforme, muscular e com válvula medindo 4-5 µm de comprimento. Glândulas esofagianas formando bulbo basal claviforme, justaposto ao intestino ou recobrindo-o por alguns micrômetros. Saco uterino posterior (=SUP) estendendo-se por 40-70% da distância entre a vulva e o ânus. Macho: semelhante à fêmea. Asas caudais vão da altura da extremidade proximal dos espículos até 40-70% do comprimento da cauda. Espículos recurvados e longos. Gubernáculo presente, curto e simples. Distribuição geográfica de D. dipsaci é apresentada neste trabalho e está mostrada dentro dos continentes, nos países já relatados e quando foi possível, nas localidades dentro dos países: África: África do Sul (HOOPER, 1972); Argélia (HOOPER, 1972); Quênia (HOOPER, 1972) e Marrocos (STURHAN e BRZESKI, 1991), com um total de quatro países. América do Norte: Canadá (DECKER, 1989); EUA (HOOPER, 1972); Hawai (HOOPER, 1972); México e Canadá (NETSCHER e SIKORA, 1990), também em quatro países. América Central: Republica Dominicana (NETSCHER e SIKORA, 1990); Haiti (CAB..., 1997), com apenas dois países. América do Sul: Argentina (HOOPER, 1972); Brasil (*) (BIBLIOGRAFIA..., 2002); Chile (CAB..., 1997); Colômbia (NETSCHER e SIKORA, 1990); Equador (NETSCHER e SIKORA, 1990); Peru (NETSCHER e SIKORA, 1990) e Venezuela (NETSCHER e SIKORA, 1990). (*) A ocorrência no Brasil é somente da raça do alho que eventualmente parasita a cebola (TENENTE et al., 2000; BIBLIOGRAFIA..., 2002). Nesta parte do Continente Americano, a distribuição é maior, alcançando sete países. Ásia: Arábia Saudita (CAB..., 1997); Azerbaijão (CAB..., 1997); Cazaquistão (GUBINA, 1988); China (CAB..., 1997); Índia (HOOPER, 1972); Irã (STURHAN e BRZESKI, 1991); Japão (HOOPER, 1972); Iraque (CAB..., 1997); Paquistão (STURHAN e BRZESKI, 1991); Rússia (STURHAN e BRZESKI, 1991); Tadjiquistão (CAB..., 1997); Turquia (DECKER, 1989) e Uzbequistão (CAB..., 1997). No Continente Asiático, esta espécie já esta relatada em 13 países. Europa: Albânia (CAB..., 1997); Alemanha (HOOPER, 1972); Áustria (CAB..., 1997); Belarus (CAB..., 1997); Bélgica (CAB..., 1997); Bulgária (CAB..., 1997); Dinamarca (GUBINA, 1988); Escócia (CAB..., 1997); Eslováquia (CAB..., 1997); Espanha (HOOPER, 1972); Estônia (GUBINA, 1988); Finlândia (GUBINA, 1988); França (STURHAN e BRZESKI, 1991); Grécia (HOOPER, 1972); Holanda (GUBINA, 1988); Hungria (CAB..., 1997); Inglaterra (CAB..., 1997); Irlanda (GUBINA, 1988); Itália (GUBINA, 1988); Iugoslávia (CAB..., 1997); Ilha de Jersey (CAB..., 1997); Letônia (CAB..., 1997); Lituânia (CAB..., 1997); Luxemburgo (CAB..., 1997); Noruega (GUBINA, 1988); Polônia (STURHAN e BRZESKI, 1991); Portugal (HOOPER, 1972); Republica Checa (CAB..., 1997); Romênia (CAB..., 1997); Suécia (GUBINA, 1988); Suíça (GUBINA, 1988) e Ucrânia (GUBINA, 1988). É neste Continente que a espécie tem uma maior distribuição, alcançando 32 países. Oceania: Austrália (HOOPER, 1972); Nova Zelândia (HOOPER, 1972), em somente dois países. Plantas hospedeiras O número de plantas hospedeiras segundo Goodey et al., (1965) ultrapassa a 450 espécies, estando listadas as principais, em ordem alfabética: A. Aethusa cynapium; Agropyron repens, Agrosthema githago, Allium ascalonicum; Allium cepa (cebola); Allium fistulosum (cebolinha); Allium porrum (alho-poró); Allium sativum (alho); Allium spp.; Alloplectus sp.; Alopecurus geniculatus; Amaryllis spp.; Ambrosia elatior; Amsinckia intermedia; Anagallis arvensis; Anemone coronaria; Anemone hepatica; Anemone japonica; Angelica arcahngelica; Anthriscus sylvestris; Anthyllis vulneraria; Apera spica-ventri; Apium dulce; Apium graveolens (aipo ou salsão); Arabis spp.; Arenaria serpyllifolia; Armoracia rusticana; Arrhenatherum elatius; Aspargus plumosus; Asphodelina lútea; Aster squamatus; Atriplex spp.; Aubrieta deltóidea; Aucuba japonica; Avena sativa (aveia, hospedeiro indicador); Avena spp. B. Baccharis subpingrafa; Begonia sp.; Bellis perenis; Beta vulgaris (beterraba, hospedeiro indicador); Bouvardia humboldti; Brachypodium pinnatum; Brassica napus; Brassica oleraceae (repolho); Brassica rapa (nabo); Brassica spp. (repolho, nabo,couve, mostarda). C. Calceolaria integrifólia; Callistephus chinensis; Camelina sativa; Campamula sp., Cannabis sativa; Capsella bursa-pastoris; Capsicum annuum (pimentão); Cardamina pratensis; Cardaria draba; Carduus acanthoides; Carex sp.; Carlia vulgaris; Centaurea spp.; Cerastium spp.; Ceratochloa unioloides; Ceratonia siliqua; Chaetochloa sp.; Cheiranthus spp.; Chelone glabra; Chenopodium spp.; Chinodoxa spp.; Chrysanthemum spp. (crisântemo); Cichorium intybus (chicória); Cirsium spp.; Colchium spp.; Coleus spp.; Collomia spp.; Convalaria majalis; Convolvulus arvensis; Coronopus squamatus; Crepis spp.; Crocus sativus (açafrão); Cucumis sativus (pepino); Cyclamen spp.; Cynara cardunculus; Cynosurus cristatus. D. Dactylis glomerat; Daucus carota (cenoura); Delphinium ajacis; Dianthus caryophyllus (cravo); Dianthus spp.; Digitalis spp.; Dipsacum fullonum (cardo, hospedeiro tipo e indicador); Disa uniflora. E. Echinochloa crus-galli; Endymion spp.; Erechtites praealta; Eremurus bungei; Erigeron spp.; Erodium cicutarum; Erysimum allionii; Eucalyptus spp.; Eucharis sp. F. Fagopyrum esculentum; Festuca spp. (festuca); Fragaria spp. (morango, hospedeiro indicador); Freesia refracta; Fumaria officinalis. G. Galanthus spp.; Galeopsis spp.; Galinsoga parviflora; Galium spp.; Geranium spp.; Gilia spp.; Gladiolus spp. (gladiolos); Glycine spp. (soja); Gossypium sp.; Gypsophilla spp. H. Helenium spp.; Helianthemum guttatum; Helianthus spp.; Helichrysum orientale; Hibiscus spp.; Hieracium pilosella; Holcus lanatus; Hordeum vulgare (cevada); Humulus lupulus; Hyacinthus spp. (jacinto, hospedeiro indicador); Hydrangea spp. (hortênsia); Hymenocallis calathina; Hyoscyamus niger; Hypochoeris radicata. I. Ipomoea batatas (batata doce); Iris spp.; Isatis tinctoria. J. Juncus bufonius. K. Kickxia spuria; Knautia arvensis; Knipholia sp.; Koeleria pyramidata. L. Lactuca candensis; Lamium spp.; Lathyrus spp.; Lavandula vera; Lens culinaris (lentilha); Leontopodium alpinum; Lepedium spp.; Lepidium sativum (agrião); Leucaena leucocephalla; Liatris spicata; Lilium spp.; Linaria spp.; Linum usitatissimum (linho); Lolium spp.; Lupinus spp.; Lycopersicon esculentum (tomate); Lycoris radiata; Lysimachia spp. M. Manihot utilissima (mandioca); Matricaria maritima; Medicago sativa (alfafa, hospedeiro indicador); Medicago spp.; Melampyrum spp.; Melilotus alba; Mentha arvensis; Mercurialis annua; Mollugo verticillata; Muscari spp.; Myositis spp. N. Narcissus spp. (narciso, hospedeiro indicador); Nerine spp.; Nicotiana tabacum (fumo); O. Odontites verna; Oenothera spp.; Onobrychis viciifolia; Ornithogalum sp.; Ornithopus sativus; Oxalis spp. P. Paeomia officinalis; Panicum miliaceum; Papaver spp.; Pastinaca sativa; Pentstemon spp.; Petroselinum crispum (salsa); Phacelia spp.; Phaseolus coccineus; Phaseolus spp.; Phleum pratense; Phlox spp. (hospedeiro indicador); Physalis pubescens; Pisum sativum (ervilha, hospedeiro indicador); Plantago spp.; Poa spp.; Polygonum spp.; Polyphagous; Potentilla anserina; Primula spp. (primula); Prunus sp.; Puschkinia scilloides. Q. Ranunculus arvensis; Raphanus spp.; Rheum rhaponticum (ruibarbo); Rumex spp.; R. Saccharum officinarum (cana-deaçúcar); Saponaria officinalis; Saxifraga spp.; Schizanthus spp.; Scilla spp.; Scorzonera tau-saghys; Secale cereale (centeio); Sherardia arvensis; Silene schafta; Sinapsis spp.; Sinapsis spp. (mostarda); Solanum tuberosum (batata, hospedeiro indicador); Solanum spp. (berinjela, jilo, batata silvestre); Solidago canadensis; Sonchus spp. (serralha); Spergula arvensis; Spinacia oleraceae (espinafre); Sprekelia formosissima; Stachys spp.; Stellaria media; Stenophragma thalianum; Sternbergia lutea. S. Tagetes patula; Taraxacum spp. (dente-de-leão); Thlaspi arvense; Tigridia spp.; Tragopogon porrifolius; Trifolium spp. (trevo branco, vermelho, lilás, rosa, hospedeiro indicador: branco e vermelho); Triticum aestivum (trigo); Tulipa spp.(tulipa, hospedeiro indicador). T. Urtica urens (urtigão). V. Valerianella spp.; Veronica spp.; Vicia faba (feijão fava); Vicia spp.; Viola spp.; Vitis vinifera (uva); Y. Yucca flaccida Z. Zea mays (milho); Zerna inermis. Bioecologia Ditylenchus dipsaci é um nematóide endoparasita migrador com várias raças biológicas que se alimenta nos tecidos do parênquima da planta hospedeira, causando a quebra de paredes celulares. Conhecido como parasita de caules e bulbos, também pode ser transmitido por sementes de diversas culturas, a qual explica sua ampla distribuição. A duração do ciclo de vida é entre 19 e 23 dias, dependendo da temperatura (Figura 2). A maior atividade e habilidade de invasão nas plantas é geralmente entre 10 o a 20 o C. Fêmeas podem por em média de 200 a 500 ovos. Juvenis do 4 o estádio apresentam grande resistência a condições adversas do ambiente, com tendência a agregar-se na região do tecido infectado formando uma estrutura tipo novelo (LUC et al., 1990). O nematóide pode entrar em anidrobiose (dormência e desidratação), permanecendo vivo por vários anos após a morte da planta tanto em material vegetal ou no solo. Fielding (1951), por exemplo, verificou a presença de juvenis vivos em tecido vegetal seco armazenado durante 23 anos. Sintomas Ditylenchus dipsaci é um parasita das partes aéreas e subterrâneas da planta, atacando preferencialmente folhas e pecíolos. Os sintomas nas plantas podem ser observados: Parte aérea: engrossamento do caule, entrenós curtos e distorcidos, alargamento tipo galhas, descoloração e desenvolvimento de lesões locais. As folhas são distorcidas, descoloridas e pequenas. Partes subterrâneas: raízes e os tubérculos podem apresentar podridão e definhamento dos tecidos. Tubérculos infestados podem apresentar as pontas cônicas, geralmente acompanhadas de rupturas na casca, bem como necroses e podridão, mesmo após a colheita. Em nível de campo: ocorre o amarelecimento das plantas em forma de reboleiras, sendo que algumas vezes ocorre a morte da planta antes do período da colheita. Nota: A não observação de sintomas nas raízes ou nos tubérculos ou mesmo em sementes, não indicam necessariamente a ausência do nematóide (GUBINA, 1988). Forma de Transmissão e/ou Dispersão: Ditylenchus dipsaci pode ser transmitido por sementes; tubérculos; raízes, tecidos vegetais (diversas plantas hospedeiras), partículas de solo que acompanham o material importado, bem como nas embalagens utilizadas no transporte do material. No campo, pode ocorrer a disseminação em pequenas partículas de solo por meio do vento ou tempestade, pelas águas das chuvas, de irrigação e por ferramentas e maquinários infestados pelo nematóide ou ainda pelo próprio homem (JATALA e BRIDGE, 1990). Atuação como vetor O protozoário Bodocaudatus (ordem: Kinetoplastida) pode ser disseminado por Ditylenchus dipsaci (CANNING, 1973). Ditylenchus dipsaci pode carregar esporos da bactéria Corynebacterium insidiosum para as plantas de soja e alfafa (HAWN, 1963; HAWN e HANNA, 1967). Testes Biológicos São utilizadas várias espécies de plantas, chamadas plantas seletivas ou hospedeiros diferenciais, ou ainda plantas indicadoras, para a separação de raças de D. dipsaci, por meio do grau de parasitismo do nematóide em relação a planta como visto na Tabela 1. Testes Sorológicos: As características sorológicas são pouco usadas para fitonematóides, pois anti-soros policlonais foram desenvolvidos para vários nematóides, embora a identificação por antígeno em várias espécies não foi específica, pois apresentaram reações cruzadas com outras espécies, sendo que a especificidade foi obtida com o desenvolvimento de anti-soro monoclonal para outras espécies de nematóides. Portanto esta técnica não é recomendada para a identificação de D. dipsaci. Testes Moleculares: Ditylenchus dipsaci, apresenta uma grande complexidade com diferentes números de raças descritas por diversos pesquisadores e atualmente a credibilidade da existência de diversas raças de D. dipsaci continua sendo discutida (NICKLE, 1991). Entretanto, um número de técnicas moleculares tem-se aproximado para esclarecer a distinção entre populações deste nematóide e a definição de espécies similares. Baseado em RAPDs, usando 10 mer de marcadores arbitrários, têm sido reportada a possibilidade de separar claramente as espécies que muito se assemelham dentro do gênero Ditylenchus (D. dipsaci; D. destructor e D. myceliophagus) (WENDT et al., 1993). Segundo Subbotin et al.(2005), a região de ITS do rdna de 23 populações de D. dipsaci, de vários hospedeiros, foram amplificados e seqüenciados para análise filogenética da seqüência completa e de ITS2, usando a evolução mínima, parsimonia máxima e a inferência Bayesian, sobre um modelo complexo da evolução do DNA, revelou árvores com dois principais claves, sendo D. dipsaci senso stricto com número de cromossomas diplóides que compreende a maioria dos isolados da parte agrícola, de ornamentais e algumas plantas silvestres, reprodutíveis isolados de populações diplóides, dividindo em seis subclaves, raça gigante de Vicia faba, espécies de Ditylenchus que parasitam Asteraceae e Plantago marítima. Como res
